UNIVERSIDAD DE CÓRDOBA FACULTAD DE VETERINARIA DEPARTAMENTO DE SANIDAD ANIMAL CÁTEDRA DE PARASITIOLOGÍA Y ENFERMEDADES PARASITARIAS PREVALENCIA DE LA TOXOPLASMOSIS EN RUMIANTES DE ABASTO DELA PROVINCIA DE SEVILLA Mª DOLORES ORTEGA REYES 2001 A mis padres A Juan Manuel Índice 9 1. INTRODUCCIÓN............................................................................................................12 2. REVISIÓN BIBLIOGRÁFICA........................................................................................16 2.1. Anteceden tes históricos......................................................................................18 2.2. El agente etiológico y su ciclo vital...................................................................21 2.2.1. Los taquizoitos y los seudoquistes .......................................................21 2.2.2. Los bradizoitos y los quistes tisulares.................................................24 2.2.3. Los esporozoitos y los ooquistes.........................................................26 2 .2.4. Ciclo biológico....................................................................................27 2.2.4.1. Ciclo enteroepitelial.............................................................27 2.2.4.2. Ciclo extraintestinal........................ .....................................29 2.3. Epidemiología....................................................................................................32 2.3.1. Formas de transmisión................................................................... .....34 2.3.1.1. Transmisión postnatal..........................................................34 2.3.1.2. Transmisión congénita.........................................................38 2.4. Patogenia de la infección..................................... ..............................................40 2.5. Toxoplasmosis animal........................................................................................43 2.5.1. Toxoplasmosis felina................................................................ ...........43 2.5.2. Toxoplasmosis ovina...........................................................................45 2.5.3. Toxoplasmosis bovina.........................................................................49 2.5.4. Toxoplasmosis caprina....... .................................................................52 2.6. Diagnóstico........................................................................................................56 2.6.1. Aislamiento del parásito.................................. ....................................56 2.6.2. Diagnóstico histológico.......................................................................57 2.6.3. Diagnóstico serológico........................................................................58 2.6.3.1. Dye – test o prueba del azul de metileno (D.T.)...................59 2.6.3.2. Inmunofluorescencia indirecta..............................................60 2.6.3.3. Aglutinación directa..............................................................62 2.6.3. 4. Hemaglutinación indirecta....................................................63 2.6.3.5. Fijación de complemento......................................................64 2.6.3.6. Reacciones inmunoenzimáticas............................................65 2.6.3.7. Otras técnicas diagnósticas...................................................67 2.6.3.7.1. Test intradérmico o prueba de la toxoplasmina....67 2.6.3.7.2. Test carbon immuno assay (CIA)………………..67 Índice 10 2.6.3.7.3. Técnicas de amplificación de genes...... .................68 2.7. Prevención y control...........................................................................................69 3. MATERIAL Y MÉTODOS..............................................................................................72 3.1. Sueros analizados...............................................................................................74 3.1.1. Procedencia de las muestras................................................................74 3.1.1.1. Descripción geográfica ........................................................74 3.1.1.2. Descripción climática...........................................................79 3.1.1.3. Zona de recogida y número de muestras..............................81 3.2. Material inmunológico .......................................................................................83 3.3. Métodos..............................................................................................................84 3.3.1. Procedimiento de trabajo.......... ...........................................................84 3.3.2. Interpretación de la lectura..................................................................85 3.3.3. Titulación serológica.............................................................. .............85 3.3.4. Análisis estadístico..............................................................................86 4. RESULTADOS.................................................................................................................88 4.1 . Diagnóstico serológico ......................................................................................90 4.2. Especie ovina.....................................................................................................90 4.2.1. Seroprevalenc ia según comarcas ganaderas........................................92 4.2.2. Seroprevalencia según comarcas geográficas.....................................93 4.2.3. Seroprevalencia según el clima ..........................................................9 4 4.2.4. Seroprevalencia según el tamaño de la explotación............................95 4.2.5. Seroprevalencia según el tipo de explotación......................................96 4.2.6. Seroprevalencia según la presencia de gatos......................... ..............97 4.2.7. Seroprevalenca en relación con la existencia de abortos ....................98 4.3. Especie bovina....................................................................................................99 4.3.1. Seroprevalencia según co marcas ganaderas......................................101 4.3.2. Seroprevalencia según comarcas geográficas...................................102 4.3.3. Seroprevalencia según el clima ........................................................103 4.3.4. Serop revalencia según la aptitud.......................................................104 4.3.5. Seroprevalencia según el tamaño de la explotación..........................105 4.3.6. Seroprevalencia según el tipo de explotación................................. ...106 4.3.7. Seroprevalencia según la presencia de gatos.....................................106 4.3.8. Seroprevalencia en relación con la existencia de abortos..................107 4.4. Especie caprina................................................... ..............................................108 Índice 11 4.4.1. Seroprevalencia según comarcas ganaderas......................................110 4.4.2. Seroprevalencia según comarcas geográficas...................................111 4.4.3. Seroprevalencia según el clima.........................................................112 4.4.4. Seroprevalencia según el tamaño de la explotación..........................112 4.4.5. Seroprevalencia según el tipo de explotación....................................113 4.4.6. Ser oprevalencia según la presencia de gatos.....................................114 4.4.7. Seroprevalenca en relación con la existencia de abortos ..................115 4.5. Rumiantes............................................................................ .............................116 4.5.1. Seroprevalencia según comarcas ganaderas......................................116 4.5.2. Seroprevalencia según comarcas geográficas....................................117 4.5.3. Seroprevalencia según la presencia de gatos.....................................117 5. DISCUSIÓN...................................................................................................................119 5.1. Seroprevalencia........................................................ ........................................121 5.1.1. Seroprevalencia en la especie ovina..................................................121 5.1.2. Seroprevalencia en la especie bovina................................................123 5.1.3. Seroprevalenci a en la especie caprina...............................................126 5.2. Comarcas geográficas......................................................................................128 5.3. Climatología.................................................. ...................................................130 5.4. Tamaño de la explotación................................................................................132 5.5. Tipo de explotación................................................................ ..........................133 5.6. Aptitud..............................................................................................................135 5.7. Presencia de gatos............................................................................. ...............135 5.8. Existencia de abortos........................................................................................137 6. CONCLUSIONES........................................................................................................ ..138 7. RESUMEN......................................................................................................................142 8. SUMMARY............................................................................................................ ........146 9. AGRADECIMIENTOS..................................................................................................150 10. BIBLIOGRAFÍA...........................................................................................................1 53 11. TABLAS ......................................................................................................................186 Introducción 1. INTRODUCCIÓN Introducción 14 1. INTRODUCCIÓN La toxoplasmosis, una de las zoonosis más extendidas mundialmente, ha suscitado en los últimos años un gran interés tanto en Medicina Veterinaria como Humana. El agente causal de la enfermedad es un protozoo intracelular, Toxoplasma gondii, descubierto en 1908 por Nicolle y Manceaux. Este protozoo sólo puede desarrollar su ciclo sexual en el intestino delgado del gato y de otros félidos, únicos hospedadores definitivos. Sin embargo, su ciclo asexual puede tener lugar en la mayoría de los animales de sangre caliente, entre los que se encuentra el hombre, que actúan como hospedadores intermediarios y donde el parásito desarrolla quistes tisulares. La gran difusión de la enfermedad se debe entre otras causas al gran número de hospedadores intermedios que tiene, a las diversas vías de transmisión que presenta y a la gran longevidad de sus formas de resistencia. La transmisión oral se produce al ingerir alimentos contaminados con ooquistes procedentes de las heces de los gatos, principal vía de transmisión de los herbívoros, o por consumo de carne infectada con quistes tisulares, vía de transmisión muy importante en los carnívoros. Por último, la toxoplasmosis puede transmitirse también congénitamente, por vía transplacentaria, cuando una hembra gestante sufre una primoinfección por Toxoplasma. En el hombre, la toxoplasmosis, a pesar de su alta prevalencia, cursa normalmente de manera asintomática, sin apenas signos clínicos evidentes. Sin embargo, en pacientes con SIDA, T. gondii es uno de los patógenos oportunistas más importantes, causando una encefalitis no supurativa, con frecuencia mortal. En los pacientes inmunosuprimidos, de forma natural o para un transplante, la toxoplasmosis también se manifiesta de forma clínica más o menos severa. Es especialmente grave en el caso de mujeres gestantes que sufren una primoinfección por Toxoplasma, ya que en estas circunstancias se pueden producir abortos, malformaciones fetales y mortalidad perinatal. En Medicina Veterinaria, el estudio de la toxoplasmosis tiene una gran relevancia desde que en los años 50 se descubrió que T. gondii era responsable de gran número de abortos en ovejas y en cabras. Como en el hombre, la toxoplasmosis en los rumiantes suele Introducción 15 cursar de forma subclínica, salvo en los casos de hembras gestantes, en las que provoca abortos y mortalidad perinatal, ocasionando importantes pérdidas económicas en las explotaciones ganaderas. El estudio en los rumiantes de las vías de transmisión de la enfermedad y su prevalencia es importante no sólo para prevenir la existencia de abortos y mortalidad perinatal, en ovinos y caprinos fundamentalmente, sino para evitar que las carnes infectadas con quistes tisulares, puedan ser una importante vía de contagio para el hombre, ya que en las tres especies que se estudian en este trabajo ha sido demostrada la relación entre la existencia de anticuerpos séricos y la presencia en los tejidos de quistes tisulares. El propósito de este trabajo es conocer la seroprevalencia de la enfermedad en los ovinos, caprinos y bovinos de la provincia de Sevilla, ya que no existen estudios al respecto, e intentar relacionar la presencia de toxoplasmas con patologías reproductoras. Asimismo, intentar conocer de qué forma influyen determinados factores, como el tipo de explotación, la climatología, etc., en la aparición de la enfermedad. Revisión bibliográfica 16 2. REVISIÓN BIBLIOGRAFICA Revisión bibliográfica 18 2. REVISIÓN BIBLIOGRÁFICA 2.1. ANTECEDENTES HISTÓRICOS Toxoplasma gondii fue descubierto en 1908 en el Instituto Pasteur de Túnez por Nicolle y Manceaux en un pequeño roedor africano, el gondi (Ctenodactylus gundi), que era utilizado como animal de experimentación en el laboratorio. En una primera comunicación a la Academia de las Ciencias de París (“Sur une infection à corps de Leisman (ou organismes voisins) du Gondi”) el parásito fue descrito como perteneciente al género Leishmania denominándolo L. gondii. Sin embargo, en una comunicación de 1909 (“Sur un protozoaire nouveau du Gondi: Toxoplasma”) y tras comprobar que su morfología no se correspondía con ninguna especie conocida lo denominaron Toxoplasma gondii (del griego toxon = arco y plasma = forma) haciendo referencia a la morfología del protozoo. Casi al mismo tiempo, Splendore (1908), en Sao Paulo, Brasil, describe en el conejo un protozoo con las mismas características al que llamó Toxoplasma cuniculi. Mello (1910), en Turín, describe la toxoplasmosis como enfermedad en el perro, aislando en sus tejidos el parásito. En años sucesivos, el parásito fue aislado en mamíferos y aves, pero curiosamente no fue encontrado en los gondis de vida libre (Chatton y Blanc, 1917). Janku (1923), oftalmólogo checo, fue el primero en describir la presencia de T. gondii en humanos, al descubrir quistes en la retina de un niño hidrocefálico. Sin embargo, el papel del parásito como patógeno para el hombre no fue unánimemente reconocido hasta que Wolf y Cowen (1937) describieron una meningo-encefalomielitis mortal en un recién nacido, confirmando así la existencia de toxoplasmosis congénita en el hombre. Sus descubrimientos estimularon el interés por el parásito y en pocos años Sabin (1942) describió los aspectos clinicoparasitológicos de la toxoplasmosis congénita en el hombre y Pinkerton y Weinman (1940) informaron de los primeros casos de toxoplasmosis fatal en adultos. Un avance muy importante para el conocimiento de la toxoplasmosis fue el Revisión bibliográfica 19 desarrollo por Sabin y Feldman (1948) del “dye test” o prueba serológica de diagnóstico, que permite la búsqueda de anticuerpos específicos en animales y hombre, demostrando la alta prevalencia de la infección en todos ellos. Otros científicos como Warren y Russ (1948); Frenkel (1948); Goldman (1957); Ambroise-Thomas (1966) contribuyeron con sus descubrimientos al campo del diagnóstico. Hasta los años cincuenta las principales vías de transmisión de la toxoplasmosis se desconocían. La transmisión congénita, única vía conocida hasta entonces, ocurría muy raramente y era insuficiente para explicar la amplia difusión de la enfermedad. Weinman y Chandler (1954) sugieren que la transmisión podría ocurrir al consumir carne poco cocinada. Jacobs y col. (1960) aportan datos que corroboran esta idea, al demostrar que los T. gondii liberados de los quistes tisulares por las enzimas proteolíticas eran resistentes a ellas, permitiendo infectar al hospedador. Esta hipótesis fue confirmada por Desmonts y col. (1965) mediante un experimento con niños en un hospital para tuberculosos en París. Compararon los niveles de anticuerpos de los niños frente a T. gondii al llegar al hospital (10%), y tras ser alimentados con una dieta rica en carne poco cocinada de vaca y cordero y observaron que estos niveles aumentaban drásticamente hasta llegar a ser del 100 % en el caso del cordero. Sin embargo, la transmisión por carnivorismo no podía explicar la amplia difusión de la toxoplasmosis entre vegetarianos y animales herbívoros. Rawal (1959) había demostrado que la prevalencia de T. gondii entre vegetarianos estrictos era similar a la de los individuos no vegetarianos. También se demostró que las heces frescas o las secreciones de animales con toxoplasmosis no trasmitían la enfermedad. El estudio de la transmisión vía artrópodos realizado por Woke y col. (1953) y por Frenkel (1973) no logró resultados positivos. Hutchison (1965) fue el primero en demostrar la transmisión de la toxoplasmosis a través de las heces de gatos alimentados con ratones, experimentalmente infectados. Inicialmente, él creyó que los parásitos estaban incluidos en los huevos del nematodo Toxocara cati, pero esta hipótesis fue abandonada al comprobarse (Frenkel y col., 1969) que las heces de gatos libres de Toxocara cati y alimentados con quistes titulares continuaban siendo infectantes. Tanto Hutchison como Frenkel descubrieron en el análisis Revisión bibliográfica 20 coprológico de las heces unos ooquistes que reconocieron como Isospora bigemina, a los que no concedieron mucha importancia. Finalmente, en 1970, varios investigadores, Hutchison, Frenkel y col., Dubey y col., Sheffield y Melton, Overdulve, completaron el ciclo vital de T. gondii al descubrir las fases sexuales del parásito en la pared del intestino del gato. Fue también en este año cuando Dubey y col. (1970a,b) y otros grupos de investigadores descubrieron que los elementos infectantes presentes en las heces del gato eran ooquistes que, años atrás, Hutchison y Frenkel habían descrito como Isospora bigemina. Frenkel y col. (1970) y Miller y col. (1972) hacen una relación de los hospedadores intermediarios y definitivos de T. gondii. Wallace (1969) y Munday (1972) confirman el papel epidemiológico del gato en la transmisión de la toxoplasmosis. Ben Rachid (1970) dio ooquistes de heces de gato a Ctenodactilus gundi, que murieron a los pocos días de toxoplasmosis aguda, lo que explicaría la nula prevalencia de anticuerpos de Toxoplasma en los gundis de vida libre y también la vía de contagio de los gundis del Laboratorio Pasteur de Túnez, a través del gato, siempre presente en el mismo. Paralelamente a estas investigaciones, otros científicos estudiaban los aspectos clínicos de la infección en animales de granja. Hartley y Marshall (1957) asocian abortos y mortalidad perinatal en ovejas con la presencia del parásito; Sanger y col. (1953) informan de varios casos de toxoplasmosis en vacas; Farrel (1952) identifica por primera vez un caso de toxoplasmosis en cerdos. A partir de los años 70, como veremos en los distintas partes de este trabajo, numerosos científicos han contribuido con sus investigaciones a una mayor profundización en el conocimiento de la toxoplasmosis tanto en los animales como en el hombre. Revisión bibliográfica 21 2.2. El AGENTE ETIOLÓGICO Y SU CICLO VITAL De acuerdo con los trabajos de Levine (1977) y de Levine y col. (1980) el agente causal de la toxoplasmosis se encuadra dentro de la siguiente clasificación: Phyllum Apicomplexa, Levine, 1970 Clase Sporozoa, Leucart,1879 Subclase Coccidia, Leucart, 1879 Orden Eucoccidia, Leger y Duboscq, 1910 Suborden Eimeria, Leger, 1911 Familia Sarcocistidae, Poche, 1913 Subfamilia Toxoplasmatinae, Biocca, 1956 Género Toxoplasma, Nicolle y Manceaux, 1908 Especie Toxoplasma gondii, Nicolle y Manceaux, 1908 A lo largo de su ciclo biológico, Toxoplasma gondii atraviesa tres fases o estadios infecciosos diferentes: Taquizoitos (en seudoquistes o colonias), Bradizoitos (en quistes tisulares) y Esporozoitos (en ooquistes). 2.2.1. Los taquizoitos y los seudoquistes El término taquizoito (del griego tachýs = rápido) fue acuñado por Frenkel (1973) para describir el estadio de multiplicación rápida por repetidas endodiogenias (proceso de gemación en el que dentro de la célula madre se forman dos células hijas, consumiéndola), que ocurre en cualquier célula del hospedador intermediario y en las células del hospedador definitivo que no pertenezcan al epitelio intestinal. En el interior de las células hospedadoras, los taquizoitos forman agrupaciones denominadas colonias terminales, grupos o seudoquistes, ya que carecen de una membrana bien definida que los rodee. El taquizoito tiene forma de arco o de media luna, con el extremo anterior agudo y el posterior redondeado. Mide de 4 a 8 µ m de largo y de 2 a 4 µ m de ancho. Revisión bibliográfica 22 La ultraestructura de los taquizoitos es bastante compleja. Externamente, están rodeados por una película o complejo pelicular constituido por tres membranas: una externa o membrana citoplasmática típica con un revestimiento glucídico, una membrana media y otra interna. La membrana media e interna forman, conjuntamente, una especie de vesículas aplanadas que constituyen el Complejo Submembranal. La membrana interna es discontinua en tres puntos: en el extremo anterior (anillo polar), en el borde lateral (microporo) y en el extremo posterior. Internamente, el taquizoito presenta un anillo polar, conoide, roptrias, micronemas, una mitocondria, retículo endoplasmático, aparato de Golgi, ribosomas, microtúbulos subpeliculares, microporo y un núcleo muy bien definido (Sheffield y Melton, 1968; de Souza, 1974). El núcleo, esférico u ovoide, está normalmente situado hacia el extremo posterior o en la zona central de la célula, y posee un nucleolo de localización central y la cromatina distribuida en grupos. El anillo polar es un engrosamiento de la membrana interna en el extremo anterior del taquizoito. El anillo polar rodea a una estructura en forma de cono truncado, el conoide, formado por seis u ocho elementos fibrilares dispuestos como un muelle comprimido. El conoide carece de filamentos y no está cubierto de membrana. Del anillo polar se originan 22 microtúbulos subpeliculares que recorren longitudinalmente casi la totalidad de la célula. Dentro del conoide terminan de 8 a 10 organelas en forma de maza o porra denominadas roptrias (Sulzer y col., 1974). Estas roptrias están situadas paralelamente al eje de la célula, con su extremo posterior en forma de fondo de saco, por encima del núcleo y su extremo anterior, muy estrecho, a modo de cuello, que desemboca a nivel del conoide. Las roptrias derivan del Aparato de Golgi y su función es secretora. En el extremo anterior de la célula también se encuentran unas estructuras a modo de tubos, situados desordenadamente, denominados micronemas que contienen enzimas. Distribuidos por todo el citoplasma se localizan vacuolas y gránulos densos. La función del conoide, roptrias y micronemas está relacionada con la penetración Revisión bibliográfica 23 del parásito en la célula hospedadora. De hecho, el conoide puede rotar, extenderse o contraerse cuando T. gondii busca una célula hospedadora (Chiappino y col., 1984). El parásito se desplaza mediante movimientos ondulantes y de rotación, denominados “movimientos en sacacorchos”. El taquizoito entra en la célula hospedadora por participación activa de la membrana de la misma. La penetración del parásito en la célula hospedadora se produce cuando el conoide se extiende y las membranas de las roptrias se fusionan con la membrana citoplasmática del extremo anterior del parásito, vertiendo su contenido hacia el exterior (Nichols y col., 1983). El contenido de las roptrias es muy complejo: contienen entre 12 y 15 proteínas principales (Leriche y Dubremetz, 1991), una alta proporción de colesterol (Foussard y col., 1991), así como el llamado “factor de potenciación de la penetración” o proteína ROP–1 (Leriche y Dubremetz, 1991). Después del contacto inicial T. gondii reorienta su conoide alineándolo con la superficie de la célula hospedadora. Durante este proceso de penetración y reorientación todo el contenido de las roptrias se descarga y éstas quedan como vacuolas vacías o fantasmas en el parásito. Las proteínas de las roptrias forman con los lípidos grandes complejos de estructura similar a la de membranas, que se integran en la membrana citoplasmática de la célula hospedadora, formando la vacuola parasitófora. Los cuerpos o gránulos densos vierten mediante exocitosis su contenido al exterior, y sus proteínas contribuyen también en la formación de la vacuola parasitófora, a partir de la membrana hospedadora, alterando la permeabilidad de ambas membranas para beneficiar el desarrollo intracelular del parásito. Cuando el taquizoito está dentro de la vacuola parasitófora, su forma se vuelve ovoide y comienza a dividirse por sucesivas endodiogenias, hasta que la célula hospedadora está totalmente repleta de parásitos (Sheffield y Melton, 1968). Las divisiones no suelen ser simultáneas, por lo que los individuos que forman los seudoquistes, grupos o colonias se disponen al azar. En caso contrario, si las divisiones son sincronizadas, se forman rosetas de individuos. Los taquizoitos pueden infectar cualquier tipo de células, tanto fagocíticas como no Revisión bibliográfica 24 fagocíticas, y no presentan una preferencia especial por ningún tipo especifico de célula, tejido u órgano. Incluso los eritrocitos pueden llegar a ser parasitados. En las infecciones agudas masivas, se pueden encontrar formas libres en la sangre y en el exudado peritoneal (Dubey y Beattie, 1988). Los seudoquistes con taquizoitos son fácilmente destruidos: mueren por desecación, el calor moderado también los destruye (15 minutos a 50ºC, 10 minutos a 60ºC), y son más sensibles a los jugos gástricos que los bradizoitos. Sin embargo, se pueden conservar, casi indefinidamente, congelados en nitrógeno líquido y liofilizados (Euzeby, 1987). 2.2.2. Los bradizoitos y los quistes tisulares El término bradizoito (del griego bradýs = lento) fue también acuñado por Frenkel (1973) para definir las formas de multiplicación lenta que se encuentran en el interior de los quistes tisulares. Las diferencias estructurales entre bradizoitos y taquizoitos son muy pequeñas. Los bradizoitos poseen el núcleo situado más cerca del extremo posterior y son más delgados que los taquizoitos; contienen gránulos de glucógeno PAS positivos, y con frecuencia el contenido de sus roptrias es electrodenso (Dubey y Fenner, 1993). Los bradizoitos son menos susceptibles a la destrucción por enzimas proteolíticas que los taquizoitos (Jacobs y col., 1960), y el periodo de prepatencia en los gatos tras la ingestión de bradizoitos es más corto que tras la ingestión de taquizoitos (Dubey y Frenkel, 1976). Un quiste tisular es un grupo de bradizoitos envueltos en una membrana parasitaria bien definida en el interior de una célula hospedadora. La pared o membrana del quiste es elástica, delgada y argirófila; está intimamente asociada al retículo endoplasmático y a las mitocondrias de la célula hospedadora (Ferguson y Hutchison, 1987). La pared está forrada de un material granuloso osmiófilo, resultado de una reacción antígeno-anticuerpo. Los quistes suelen ser esféricos, subesféricos o bien tener la forma de la célula que parasitan. Su tamaño y el número de bradizoitos que contienen dependen fundamentalmente de la edad del quiste. Un quiste nuevo puede tener sólo 5 µ m de Revisión bibliográfica 25 diámetro y contener 4 bradizoitos, mientras que uno viejo puede alcanzar 60 ó 100 µ m de diámetro y contener cientos o miles de bradizoitos. En el interior del quiste, los bradizoitos se reproducen lentamente por endodiogenia, por lo que el quiste aumenta de tamaño con el paso del tiempo. Los bradizoitos son viables durante, casi, toda la vida del hospedador, sin embargo, en los quistes viejos se pueden encontrar bradizoitos que han degenerado (Pavesio y col., 1992). El quiste tisular es el estado latente del parásito dentro del hospedador. Un quiste intacto no causa ningún daño al hospedador y puede permanecer en él durante largo tiempo, a veces de por vida (la supervivencia del quiste depende de la especie hospedadora: en equinos y bovinos es muy corta), debido a que la membrana del quiste es una barrera que impide el paso de los metabolitos de los parásitos hacia el exterior, haciendo imposible la reacción inflamatoria del hospedador. Aunque los quistes tisulares pueden encontrarse en cualquier órgano, son los tejidos nervioso y muscular los que presentan un mayor número de quistes. Son muy frecuentes en el cerebro, ojos y músculos cardíaco y esquelético (Jacobs y col., 1960). Los factores que determinan la aparición de los quistes no son bien conocidos. Los quistes tisulares son más numerosos en aquellos animales que han alcanzado una fase crónica de la enfermedad, después de desarrollar una adecuada respuesta inmunitaria, que en los que están sufriendo la fase aguda de la infección. Sin embargo, también se han encontrado quistes en ratones infectados al tercer o cuarto día (Dubey y FrenkeL, 1976) y en cultivos de células carentes de factores de inmunidad (anticuerpos) (Hoff y col., 1977; Lindsay y col., 1991, 1993). En individuos inmunodeprimidos por corticoides, aún en presencia de anticuerpos, no se produce la formación de quistes. Por tanto, el desarrollo de inmunidad frente al parásito y la posterior aparición de los quistes puede ser sólo una coincidencia y las transformaciones puede que sean debidas a una segunda fase en la biología del parásito (Dubey, 1993). Los quistes son sensibles a la desecación (las carnes secas no son infectantes), pero son resistentes al calor moderado (20 minutos a 60ºC) por lo que para esterilizar la carne, ésta debe estar totalmente cocida, es decir, haber perdido por completo el color rojo. Los quistes mueren por congelación (15 días a –20ºC) y por irradiación con rayos γ pero Revisión bibliográfica 26 resisten los jugos gástricos. En los cadáveres en descomposición resisten bastante tiempo, y cuando los músculos se lisan, se desprenden y contaminan la hierba, siendo infectantes para los herbívoros que se alimentan de ella (Euzeby, 1987). 2.2.3. Los esporozoitos y los ooquistes El esporozoito es la tercera fase o estadio infectante de T. gondii. Los esporozoitos se desarrollan en el interior de los ooquistes, que son el resultado del ciclo sexual que el parásito desarrolla dentro de las células epiteliales del intestino del gato y otros Félidos. Los ooquistes son eliminados por los gatos a través de las heces, constituyendo una fuente de infección para todos los organismos de sangre caliente que comparten su hábitat (Dubey y col., 1970a; Dubey y Frenkel, 1972). Los ooquistes eliminados por los gatos y que aún no han esporulado son esféricos o subesféricos, de 10 x 12 µ m de diámetro, están rodeados por una pared formada por una doble capa y carecen de micropilo y gránulo polar. La casi totalidad del ooquiste está ocupada por una masa de citoplasma, con gran número de gránulos con sustancias de reserva, y un nucleoplasma denominado esporonte (Dubey, 1993). La esporulación ocurre en el medio, de uno a cinco días después de la salida de los ooquistes, dependiendo de las condiciones de aireación, humedad y temperatura (Dubey y col., 1970b). Los ooquistes esporulados son subesféricos o elipsoidales de 11 x 13 µ m de diámetro y contienen dos masas redondeadas denominadas esporoblastos. Estos esporoblastos se alargan y se transforman en dos cuerpos elipsoidales de 6 x 8 µ m, que carecen de cuerpo de Stieda, denominados esporocistos. En esta fase existe una masa residual del esporocisto. En la pared de los esporocistos existen cuatro suturas, que se abrirán para la liberación de los esporozoitos (Christie y col., 1978). En el interior de cada esporocisto se desarrollan cuatro esporozoitos (Shefield y Melton 1970). Estos esporozoitos miden 2 x 6–8 µ m, tienen un núcleo central o subterminal y gránulos PAS positivos, siendo muy parecidos a los taquizoitos, aunque poseen un mayor número de micronemas y roptrias que éstos. Los ooquistes son muy resistentes, ya que pueden sobrevivir hasta 18 meses en Revisión bibliográfica 27 suelos húmedos y tibios, sin embargo, mueren rápidamente por desecación (Dubey y Beattie, 1988). 2.2.4. Ciclo biológico Para que se complete el ciclo biológico de Toxoplasma gondii han de desarrollarse dos fases o ciclos. Uno enteroepitelial, de tipo coccidiano, que tiene lugar exclusivamente en las células epiteliales del intestino del gato y otros Félidos (hospedadores definitivos) y otro extraintestinal, que ocurre en los hospedadores intermediarios y también en los tejidos no entéricos del hospedador definitivo. 2.2.4.1. Ciclo enteroepitelial El gato elimina ooquistes después de la ingestión de cualquiera de las tres formas infectantes: taquizoitos, bradizoitos y esporozoitos. Sin embargo, el tiempo de prepatencia, es decir, el tiempo que transcurre desde que se ingieren los elementos infectantes hasta que se eliminan ooquistes, varía. La prepatencia es tan sólo de 3 a 5 días si ingiere quistes tisulares con bradizoitos (Sheffield y Melton, 1970); si se infecta con seudoquistes que contienen taquizoitos la prepatencia es de 19 a 21 días (Dubey y Frenkel, 1976) y si lo que ingiere son ooquistes esporulados la prepatencia es de 21 a 24 días (Frenkel y col., 1970). Esta diferencia entre el tiempo de prepatencia muy corto, cuando se ingieren bradizoitos, y mucho más largo (más de 3 semanas), cuando se ingieren taquizoitos u ooquistes, fue interpretada por Dubey y Frenkel, (1976). Consideran que tras la administración de taquizoitos u esporozoitos al gato, éstos pasan a los tejidos donde forman primero seudoquistes y después quistes tisulares, que liberan bradizoitos y estos bradizoitos han de volver al intestino para iniciar el ciclo formador de gametos y por tanto de ooquistes. Dubey y Frenkel, (1976) también observaron que el 100% de los gatos infectados con quistes tisulares eliminaban ooquistes, mientras que, tan sólo el 50% de los gatos infectados con ooquistes o taquizoitos eliminaban ooquistes. Revisión bibliográfica 28 Cuando los gatos ingieren quistes tisulares, las paredes del quiste son disueltas por los enzimas proteolíticas del estómago e intestino delgado. Los bradizoitos liberados penetran en el interior de las células del epitelio intestinal y comienzan el desarrollo asexual de numerosas generaciones de formas parásitas. Dubey y Frenkel (1972), describieron cinco formas o tipos morfológicos de estadios multiplicativos a las que denominaron Tipos A, B, C, D y E. Los estadios Tipo A se forman después de penetrar el bradizoito en la célula epitelial y dividirse asexualmente, transcurridas 12 a 18 horas después de la infección. Estas formas parasitarias son las más pequeñas y aparecen como un grupo de dos o tres organismos en las células epiteliales del yeyuno. Los estadios Tipo B aparecen entre 12 y 54 horas después de la infección. Tienen un núcleo central y un nucleolo prominente. Se dividen por endodiogenia y endopoligenia. Los estadios Tipo C son alargados, tienen un núcleo subterminal y un citoplasma fuertemente PAS positivo. Se forman entre las 24 y 54 horas después de la infección y se dividen por merogonia. Los estadios Tipo D son más pequeños que los del Tipo C, con un número escaso de gránulos PAS positivos. Aparecen desde las 32 horas después de la infección hasta que el gato elimina ooquistes con las heces, y están siempre localizados cerca de la superficie epitelial. Se reproducen por endopoligenia, merogonia y por división de un solo merozoito de la masa nuclear. Los organismos del Tipo E aparecen desde los 3 a los 15 días después de la infección, se dividen por merogonia y se parecen a los del Tipo D. Los merozoitos liberados de los merontes del Tipo D y E son probablemente el origen de los gametos. La formación de gametos ocurre de 3 a 15 días después de la infección a lo largo de todo el intestino delgado, especialmente en el ileon. Los gametos se forman cerca de las microvellosidades de las células epiteliales, alejados del núcleo. Los gametocitos femeninos son subesféricos, de 7–8 x 4–7 µ m de diámetro, contienen un núcleo central y varios gránulos PAS positivos. Al microscopio electrónico se observa que tienen conoide, varios microporos, retículo endoplasmático liso y rugoso, Revisión bibliográfica 29 numerosas mitocondrias, cuerpos formadores de pared y vesículas de doble membrana, que se localizan cerca del núcleo y derivan posiblemente de él. Los cuerpos formadores de pared son de dos tipos (Ferguson y col., 1975) e intervendrán en la formación de la pared del futuro ooquiste. Los gametocitos masculinos tienen forma ovoide o elipsoidal, con unas dimensiones de 7–10 x 5–8 µ m. Cuando ocurre la microgametogénesis el núcleo del gametocito se divide formando entre 10 y 21 núcleos (Dubey y Frenkel, 1972) que se dirigen hacia la periferia de la célula y quedan rodeados por la membrana del gametocito, quedando uno o dos cuerpos residuales libres en el interior del gametocito. El microgameto es un organismo biflagelado, comprimido lateralmente, de 4–5 µ m de longitud, constituido fundamentalmente por material nuclear. En el extremo anterior existe una estructura puntiaguda, el perforatorium, en el que se encuentran los cuerpos basales, de los que parten los dos largos flagelos libres. Cerca del núcleo, en posición anterior, se encuentra una gran mitocondria. Junto al núcleo, se originan cinco microtúbulos que se disponen posteriormente y que deben ser los rudimentos de un tercer flagelo existente en otros coccidios (Scholtyseck, 1973). Los microgametos nadan hasta penetrar en un macrogameto maduro y fecundarlo. Tras la fecundación, comienza la formación de la pared del ooquiste a partir del gameto fecundado. Los cuerpos formadores de pared presentes en el citoplasma del macrogameto son los encargados de formar las cinco membranas o capas que forman la pared del ooquiste (Ferguson y col., 1975). Cuando los ooquistes están maduros, se produce la ruptura de las células epiteliales que los contienen y son liberados a la luz intestinal. Posteriormente, son eliminados al medio con las heces. Transcurridos 1 a 5 días desde la salida de los ooquistes, se produce la esporulación de éstos y la formación de los esporozoitos, dependiendo de las condiciones de temperatura, humedad y oxigenación. 2.2.4.2. Ciclo extraintestinal Las fases de este ciclo son las únicas que se desarrollan en los hospedadores no Revisión bibliográfica 30 felinos, aunque también ocurren en el gato, comenzando casi al mismo tiempo que el ciclo enteroepitelial (Frenkel, 1973). En el gato, al mismo tiempo que se produce el ciclo enteroepitelial, los bradizoitos penetran en la lámina propia del intestino, llegan hasta los ganglios mesentéricos y se multiplican como taquizoitos. Pocas horas después de la infección, los toxoplasmas pueden estar diseminados por los tejidos extraintestinales del gato (Dubey y Frenkel, 1972). En otros animales, después de la ingestión de ooquistes, quistes tisulares o taquizoitos, los jugos gastrointestinales liberan los parásitos que penetran a través de la mucosa e invaden las células enteroepiteliales del hospedador, donde, bajo la forma de taquizoitos, comienzan una rápida reproducción por edodiogenia en el interior de una vacuola parasitófora. En la célula hospedadora se acumulan 8, 16, o más taquizoitos (seudoquistes, colonias terminales o grupos) que rompen la membrana celular y se liberan infectando nuevas células. Desde el intestino, los parásitos se extienden hacia los ganglios linfáticos regionales y a través de la circulación portal llegan hasta el hígado o bien, por vía linfática, alcanzan el conducto torácico y de ahí a los pulmones. De esta forma, durante la fase aguda de la infección, un gran número de parásitos invade todo el organismo, por lo que se pueden aislar parásitos en la sangre, exudado peritoneal, hígado, pulmón, bazo, músculo cardíaco, etc (Dubey y Beattie, 1988). Después de un número indefinido de generaciones de taquizoitos, los parásitos comienzan a desaparecer, primero de la sangre y después, de forma progresiva, del resto de los tejidos. La desaparición de los taquizoitos y la aparición de quistes tisulares con bradizoitos coincide con el desarrollo de la inmunidad y la aparición de anticuerpos en el plasma. Sin embargo, y como vimos anteriormente, esta transformación también ocurre en cultivos celulares libres de factores inmunes. Por tanto, se supone que estas transformaciones constituyen una segunda fase en la biología del parásito (Dubey, 1993). El ciclo extraintestinal de T. gondii en el gato es similar al que ocurre en otros animales con dos excepciones: en primer lugar, los taquizoitos no han podido encontrarse en las células del epitelio intestinal de los gatos, mientras que en los hospedadores intermediarios sí se han encontrado (Dubey y Frenkel, 1973); en segundo lugar, los tipos A, B, C, D, y E enteroepiteliales del gato no son infectantes por ninguna vía para los ratones, Revisión bibliográfica 31 de lo que se deduce que estas formas enteroepiteliales no dan directamente los taquizoitos (Dubey y Frenkel, 1976). La aparición de los quistes tisulares nos indica que estamos en la fase crónica de la infección. Los quistes pueden permanecer vivos durante meses o años, sin provocar ninguna reacción tisular, desnudos e inmunológicamente sitiados. Durante la fase crónica de la enfermedad se establece un equilibrio entre el hospedador y el parásito, de tal manera que si la inmunidad disminuye, se rompen los quistes que liberan bradizoitos y estos darán lugar a una proliferación de taquizoitos; y si la respuesta inmunitaria se recupera, se formarán nuevos quistes a partir de los taquizoitos. La persistencia de los quistes es importante, ya que protege al hospedador de superinfecciones, denominándose a este proceso premunición. El ciclo biológico de T. gondii en la naturaleza comienza con el gato u otros Félidos como hospedadores definitivos. En su intestino se produce el ciclo enteroepitelial que da como resultado la formación de ooquistes, que son eliminados al medio con las heces. Tras la esporulación los ooquistes se vuelven infectantes y pueden ser ingeridos por cualquiera de los más o menos 200 hospedadores intermediarios, como por ejemplo la rata o el ratón. En estos hospedadores tiene lugar un ciclo extraintestinal que produce primero taquizoitos y después bradizoitos en quistes tisulares. Cuando el gato caza e ingiere estos animales se infecta con bradizoitos o taquizoitos y así se cerraría el ciclo indirecto. Pero el gato también puede ingerir directamente ooquistes procedentes de las heces de otros gatos, infectándose, dando lugar al ciclo directo. La vía transplacentaria transmite la infección a las crías. Revisión bibliográfica 32 2.3. EPIDEMIOLOGÍA El ciclo epidemiológico de T. gondii, al igual que su ciclo biológico, comienza con el gato doméstico y otros Félidos como el gato silvestre, ocelote, lince, puma, etc., que actúan como hospedadores definitivos. Aunque todos ellos eliminan ooquistes con las heces, la tasa de eliminación de ooquistes en el gato es muy superior. Un gato puede eliminar millones de ooquistes después de haber ingerido un solo ratón infectado. Pero en una población de gatos sólo unos pocos, quizás un 1%, están eliminando ooquistes en un momento determinado (Wallace, 1973). El periodo patente, o tiempo que dura la eliminación de ooquistes en el gato después de la infección, es de 10 a 15 días. No está muy claro si los gatos eliminan ooquistes en diversas ocasiones a lo largo de su vida o si sólo eliminan ooquistes en una ocasión, cuándo se infectan por primera vez. En condiciones experimentales los gatos que ya han eliminado ooquistes en alguna ocasión, normalmente, no eliminan ooquistes después de una reinfección con quistes tisulares. Sin embrago, la inmunidad puede disminuir con el tiempo y los gatos pueden volver a eliminar ooquistes, aunque en menor número y por un tiempo más corto que en la primera infección. Experimentalmente se ha demostrado que gatos crónicamente infectados con T. gondii, vuelven a eliminar un gran número de ooquistes después de ser infectados con Isospora felis debido a una disminución de la inmunidad en el intestino (Chessum, 1972; Dubey, 1976); de igual forma se ha visto que gatos crónicamente infectados tratados con corticoides vuelven a eliminar ooquistes. También en estados de malnutrición disminuye la inmunidad y pueden volver a eliminar ooquistes (Dubey y Frenkel, 1974). Los ooquistes son dispersados en primer lugar por el gato, pero en esta dispersión colaboran también vectores como las lombrices de tierra, cucarachas, moscas, hormigas, insectos coprófagos, etc.(Dubey y col., 1970; Wallace, 1973; Chinchilla y Ruiz, 1976). Los ooquistes son resistentes a la mayoría de los factores ambientales y pueden sobrevivir en suelos templados y húmedos durante meses e incluso años (Dubey y col., 1970; Frenkel y col., 1975). Revisión bibliográfica 33 De esta forma los ooquistes contaminan el suelo, el agua y los vegetales, pudiendo ser ingeridos por pequeños animales silvestres como los roedores, por herbívoros silvestres o domésticos, por aves y también por otros gatos. Estos hospedadores intermediarios desarrollarán la infección y formarán seudoquistes o quistes tisulares. Estas formas de resistencia pueden, a su vez, ser fuente de infección para los omnívoros y carnívoros, entre los que se encuentra el gato, cerrándose así el ciclo (Jackson y Hutchison, 1989). Además, tanto en el gato como en los hospedadores intermediarios existe una transmisión congénita o transplacentaria de la infección. Como vimos anteriormente, el ciclo biológico y epidemiológico de T. gondii puede ser directo, por ingestión de ooquistes esporulados por el gato, o indirecto, por carnivorismo, al ingerir el gato quistes tisulares o seudoquistes. En la naturaleza parece ser que el modo más normal y más eficaz de infección es el carnivorismo. Por tanto, es sobre todo después del destete, a los tres o cuatro meses de edad, cuando los gatos se infectan y se transforman en reservorios del parásito, y salvo fenómenos de recurrencia, lo son durante un periodo corto de tiempo (Buxton, 1990). En el laboratorio casi el 100% de los gatos infectados con quistes tisulares eliminan ooquistes en un gran número, transcurridos 4–10 días, mientras que sólo el 20% de los individuos infectados por ingestión de ooquistes esporulados eliminaban ooquistes en menor número y después de un periodo de prepatencia más largo (Dubey y Frenkel, 1976). La infección congénita también puede ocurrir y los gatitos así infectados eliminan ooquistes durante un tiempo tras su nacimiento (Dubey y Carpenter, 1993; Sato y col., 1993). Probablemente, los niveles de infección en gatos están relacionados con los niveles de infección en aves y roedores (Jackson y Hutchison, 1989). Estos últimos son un reservorio muy importante de la toxoplasmosis, ya que además de la transmisión transplacentaria existe una transmisión por canibalismo, muy común entre ellos, que permite que aun en ausencia de gatos se mantengan unas tasas muy altas de infección (Buxton, 1990). Las aves, roedores y también los gatos se pueden infectar al consumir los restos de placentas o fetos abortados de ovejas y cabras que contienen quistes tisulares de T. gondii. Revisión bibliográfica 34 Por tanto, la toxoplasmosis congénita en animales de granja puede ser una importante vía de diseminación del parásito en su entorno (Jackson y Hutchison, 1989). CICLO EPIDEMIOLÓGICO DE T. GONDII 2.3.1. Formas de transmisión Existen dos modos de infección o transmisión de la toxoplasmosis: - Toxoplasmosis espontáneamente adquirida o infección postnatal - Toxoplasmosis congénita o infección prenatal 2.3.1.1. Transmisión postnatal La transmisión postnatal o espontáneamente adquirida puede realizarse mediante varios mecanismos: Revisión bibliográfica 35 Transmisión por esporozoitos. Esta vía de transmisión por ingestión de ooquistes esporulados es muy frecuente y permite la infectación de gran número de hospedadores intermediarios, especialmente los herbívoros. Los ooquistes eliminados por los gatos en las heces contaminan los piensos o el forraje del ganado que convive con ellos. También contaminan las praderas que son abonadas con el estiércol o las camas de los animales de granja donde existen gatos (Faull y col., 1986). Zonas muy extensas de pastos o cultivos también pueden contaminarse directamente con las heces de los gatos, ya que éstos, especialmente los machos, recorren unos territorios muy amplios (60–80 hectáreas) (Blewet y Watson, 1983). En la dispersión de la infección intervienen, además de muchos insectos y lombrices de tierra, los agentes físicos como el viento, la lluvia o las corrientes de agua que transportan el agente patógeno hasta lugares muy alejados de su posición inicial (Walace, 1973). Por eso, aunque el papel del gato y otros felinos es fundamental para la diseminación de la infección, puede ocurrir que animales o personas que no han estado nunca en contacto con gatos hayan contraído la infección al consumir agua o comida, especialmente verduras, contaminadas con ooquistes esporulados, ya que éstos pueden permanecer en el suelo viables e infectantes hasta 18 meses (Dubey, 1973). La transmisión de la infección al tocar o transportar un gato es mínima o inexistente, ya que los gatos son muy limpios y están continuamente acicalando su pelo por lo que es muy difícil encontrar restos de heces en la piel de un gato sano (Dubey, 1994). Normalmente, los gatos no tienen diarrea durante el periodo en el que están eliminando ooquistes. Además, los ooquistes que pudieran existir en ella no son infectantes, ya que para esporular necesitan estar en el suelo con unas condiciones adecuadas de humedad y oxigenación (Dubey y Beattie, 1988). Transmisión por bradizoitos. Esta forma de transmisión tiene lugar cuando un animal carnívoro u omnívoro consume carne infectada con quistes tisulares. Este tipo de transmisión es muy frecuente en el gato ya que, aunque puede infectarse directamente con ooquistes procedentes de otros gatos, mayoritariamente se infecta al depredar roedores y aves que presentan quistes en sus tejidos (Dubey, 1993). Revisión bibliográfica 36 En las poblaciones de roedores, el canibalismo es muy frecuente y la enfermedad se transmite a través de las generaciones mediante la ingestión de quistes tisulares. En los cerdos es muy corriente la caudofagia, y es probable que así se pueda transmitir también la infección, ya que se han encontrado quistes en la cola de individuos infectados (Dubey y col., 1986). Los herbívoros pueden infectarse también al ingerir hierba sobre la que se han diseminado los quistes tisulares presentes en la carne de un cadáver que se ha descompuesto sobre esa zona (Euzeby, 1987) Como vimos anteriormente, los quistes persisten viables en el cuerpo de un animal infectado casi de por vida, por eso este tipo de transmisión es muy frecuente y en el caso del ser humano se tiende a pensar que el consumo de carne contaminada es más importante que la presencia de gatos como fuente de infección de la toxoplasmosis (Dubey, 1991). Estudios epidemiológicos basados en encuestas serológicas no han encontrado relación entre la infección en humanos y la presencia de gatos en casa (Dubey, 1994). Existen referencias (Desmonts y col., 1965; Kean, 1969) de numerosos casos de toxoplasmosis humana adquirida por consumo de carne, como el de un grupo de estudiantes de medicina infectados simultáneamente al consumir entre clases hamburguesas poco hechas. El consumo de carne de cerdo curada ha sido recientemente reconocida como una importante fuente de infección para el hombre (Buffolano y col.,1996). Según Pepin y col. (1997), en los países europeos, la toxoplasmosis es la principal enfermedad que puede contraerse al consumir carne de cordero o cabra. La contaminación del hombre por ingestión de quistes tisulares explicaría el aumento de la seroprevalencia de la toxoplasmosis con la edad. También explicaría la mayor seroprevalencia que presenta la población francesa con respecto al resto de los países occidentales, debido a la costumbre de consumir carne poco hecha. Una seroprevalencia del 80% ha sido encontrada en París (Desmonts, 1961) mientras que en los países del Sudeste Asiático donde la carne es cocinada intensamente varía entre el 10% y el 40% (Zuber y Jaquier, 1995) Transmisión por taquizoitos. Los taquizoitos son eliminados en los estadios agudos de la enfermedad por casi todas las secreciones: nasales, lacrimales, saliva, orina, Revisión bibliográfica 37 heces fecales y semen, además de por la leche y los huevos. Pero la contaminación a partir de los taquizoitos es bastante difícil porque son muy frágiles y no pueden sobrevivir fuera del cuerpo del hospedador, y además son sensibles a los jugos gástricos (Dubey, 1993). La transmisión por ingestión de taquizoitos aunque difícil, es a veces posible, especialmente en los niños, debido a la menor concentración de enzimas proteolíticas en su aparato digestivo (Dubey, 1994). También es posible cuando el tránsito gástrico es rápido. Así se explicarían los casos de toxoplasmosis adquirida por el hombre después de consumir leche de cabra sin pasteurizar (Rieman y col., 1975; Sacks y col., 1982). En el caso de la leche de vaca, la infección por vía oral es mínima, ya que, además, casi siempre se toma pasteurizada o hervida. Aunque se han encontrado taquizoitos en el semen de cabras, ovejas y hombre, la transmisión venérea no ha sido demostrada (Dubey, 1993). Los huevos de gallina crudos actúan sólo muy excepcionalmente como transmisores de la toxoplasmosis (Jacobs, 1967; Dubey, 1993). Sin embargo, los taquizoitos pueden penetrar a través de la piel o las mucosas lesionadas. Se han demostrado casos de infección en el hombre al manipular sin protección envolturas fetales o material abortado de ovejas infectadas de toxoplasmosis. También se puede producir la infección mediante la mordedura de un gato afectado de toxoplasmosis aguda, ya que su saliva contiene taquizoitos. Por último, en el laboratorio se pueden producir accidentes que conduzcan al contagio de la enfermedad (Dubey y Beattie, 1988). La infección por transfusión sanguínea es significativa únicamente en el caso del hombre. Los taquizoitos están presentes en sangre sólo durante un corto periodo de tiempo tras la adquisición de la infección; si durante este periodo la persona dona sangre, los taquizoitos existentes en ella, pasarán a la persona receptora causándole la enfermedad (Field y col., 1972). El riesgo es mucho mayor para las personas inmunodeprimidas, por enfermedad o por tratamientos, que necesitan transfusiones sanguíneas múltiples. En los últimos años, la transmisión por transplantes de órganos tiene cada vez mayor importancia. La infección puede presentarse mediante dos formas: por implantación de un órgano o médula ósea de un donante infectado a un receptor no inmunizado e inmunodeprimido o por inducción de la enfermedad en un receptor inmunosuprimido con Revisión bibliográfica 38 una infección latente (Dubey y Beattie, 1988). En estas circunstancias tanto los taquizoitos como los quistes tisulares podrían están involucrados en la aparición de la infección, pero posiblemente sean los quistes tisulares. En ambos casos, la terapia inmunosupresora y citotóxica administrada a los pacientes receptores incrementa el riesgo de la adquisición o activación de la infección. 2.3.1.2. Transmisión congénita La infección congénita tiene lugar cuando una hembra sufre una primoinfección durante la gestación. El resultado de esta gestación puede variar desde una descendencia totalmente normal hasta la muerte del feto con reabsorción o momificación, aborto espontáneo, mortinato o cría infectada con diversas lesiones, dependiendo fundamentalmente de en qué momento de la gestación se produzca el contacto con el agente patógeno (Dubey y Beattie, 1988). Cuando una hembra sufre una infección aguda, los taquizoitos alcanzan la placenta por vía sanguínea y allí se multiplican, ocasionando lesiones necróticas que permiten el paso de los parásitos a la circulación maternofetal. En el caso de la mujer y de las hembras de otros grandes mamíferos como la cabra, oveja, cerda, etc. sólo se produce transmisión transplacentaria en la primera gestación, pero no en las siguientes. Esto es debido a que los anticuerpos (IgG) presentes en la sangre de la madre destruirán los taquizoitos libres en la sangre placentaria (procedentes por ejemplo de la reactivación de una toxoplasmosis crónica) impidiendo la formación de focos de necrosis, necesarios para la infección fetal (Dubey y Beattie, 1988). Beverley y Watson (1971) y Sharman y col., (1972) demostraron que las infecciones adquiridas natural o artificialmente, previas a la gestación, previenen la transmisión congénita en ovejas, comprobando que las hembras serológicamente positivas no abortaban en siguientes gestaciones y parían corderos sanos. Por el contrario, repetidas infecciones congénitas pueden ocurrir en ratones, ratas, hamsters y quizás otros pequeños mamíferos sin reinfección por fuentes externas. Ratones congénitamente infectados pueden producir hasta 10 camadas congénitamente Revisión bibliográfica 39 infectadas (Beverley, 1959; De Roever–Bonnet, 1969). La gravedad del proceso que sufre el feto depende del momento de la gestación en que la madre contrae la infección. En el caso de la oveja, donde la toxoplasmosis congénita es de gran importancia, si la infección tiene lugar en los primeros días o hacia la mitad de la gestación (entre los días 70 y 90) provoca la muerte del feto con reabsorción en el primer caso y momificación o aborto en el segundo. Si la infección ocurre al final de la gestación, cuando el feto es competente inmunológicamente, el cordero suele nacer vivo, infectado pero inmune (Blewett y Watson, 1983). En la especie humana, la toxoplasmosis llega a suponer en algunos países la causa más frecuente de enfermedades congénitas. En Estados Unidos y Reino Unido 1 de cada 1000 niños nacidos vivos está afectado de toxoplasmosis congénita. En Francia y Bélgica los niveles son más altos, de 2 a 3 niños de cada 1000 (Dubey y Beattie, 1988). El riesgo de toxoplasmosis congénita en el ser humano está determinado por el porcentaje de mujeres que adquieren la infección durante su embarazo, aunque una primoinfección toxoplásmica contraída durante el embarazo no implica siempre la transmisión del parásito al feto. Sólo en un tercio de los casos se produce la infección fetal y sus consecuencias variarán dependiendo del momento en el que se produzca la infección, ya que las lesiones en el feto son más graves cuando la infección se produce desde el principio del embarazo hasta el tercer mes. El paso de taquizoitos al feto es muy raro desde el comienzo del embarazo hasta la sexta semana, por eso serán pocos los fetos infectados, aunque la infección tendrá consecuencias muy severas. A partir de la octava o décima semana hasta el parto, la placenta es más permeable y el paso de taquizoitos más frecuente, por lo que el número de fetos infectados será mucho más alto, aunque las consecuencias de esa infección serán escasas (Couvreur, 1971). Revisión bibliográfica 40 2.4. PATOGENIA DE LA INFECCIÓN Cuando T. gondii parasita a un hospedador, definitivo o intermediario, provoca una infección generalmente asintomática, pero en ocasiones causa severas manifestaciones clínicas. La mayoría de los animales se infectan al consumir carne con quistes tisulares o alimentos contaminados con ooquistes. Como vimos anteriormente, las diferentes formas de Toxoplasma penetran en las células epiteliales, donde se multiplican, y de ahí pasan a los nódulos linfáticos mesentéricos y después, a través de la sangre o de la linfa, al resto de los tejidos y órganos del cuerpo. Un hospedador infectado puede morir a causa de la necrosis intestinal y de los nódulos mesentéricos antes de que estén dañados otros órganos (Dubey y Frenkel, 1973). La necrosis es producida por el acúmulo de taquizoitos en el interior de las células, pues el parásito carece de toxinas (Dubey y Beattie, 1988). Sin embargo, algunos autores opinan que un toxofactor (glucoproteína de peso molecular entre 50.000 y 100.000) idéntico al factor de penetración, podría ejercer una acción tromboplástica y provocar fenómenos de coagulación en los capilares, que explicarían las lesiones necróticas (Pettersen, 1970). Las áreas de necrosis pueden afectar a diversos órganos y la importancia del cuadro clínico está determinada por la extensión de los daños sufridos por estos órganos. En esta fase aguda, los animales suelen eliminar parásitos, en forma de taquizoitos, por diversas secreciones y excreciones como orina, leche, lágrimas, saliva, etc. Al final de este periodo, algunos de ellos mueren a causa de las necrosis producidas en zonas vitales de su organismo (Dubey y Beattie, 1988). Si una hembra gestante sufre una primoinfección aguda por toxoplasmosis, transferirá los taquizoitos, a través de la sangre, al feto ocasionándole una infección congénita de especial relevancia en el ser humano y también en ovinos y caprinos. Transcurridas unas tres semanas después de la infección, la respuesta inmunológica comienza a ser efectiva y los taquizoitos desaparecen primero de vísceras como hígado, pulmón y bazo y más tardíamente del corazón y cerebro. Las formas extracelulares del Revisión bibliográfica 41 parásito son directamente afectadas por los anticuerpos, pero no las formas intracelulares (Sabin y Feldman, 1948). Se cree que los factores celulares, incluidos linfocitos y linfoquinas, son más importantes en la mediación de una efectiva inmunidad que los factores humorales (Gazzinelli y col., 1991, 1992). La inmunidad adquirida tras la infección del parásito persiste durante toda la vida del hospedador, pero la infección no se ha erradicado, ya que los parásitos perduran en forma de quistes tisulares en el hospedador durante un tiempo que varía dependiendo del animal. En ocasiones, los quistes tisulares pueden romperse, en algún momento de la vida del hospedador, aunque raramente han sido observados histológicamente (Ferguson y col., 1989). Los bradizoitos liberados son destruidos por la respuesta inmune del hospedador apareciendo una necrosis local y una inflamación, que desaparece al poco tiempo (Frenkel y Escajadillo, 1987; Frenkel, 1990). Sin embargo, a veces, se forma un nuevo quiste en la zona (Frenkel, 1973). En los pacientes inmunodeprimidos, como los tratados con inmunosupresores para un transplante o los que padecen SIDA, la rotura de los quistes tisulares provoca la transformación de los bradizoitos liberados en taquizoitos, multiplicándose éstos rápidamente. Si el paciente no es tratado de forma adecuada, puede morir. Todavía se desconoce por qué los corticoides causan la rotura de los quistes e imposibilitan su formación, aun en presencia de anticuerpos (Dubey, 1993). La patogenicidad de Toxoplasma está determinada por la virulencia de la cepa y por la susceptibilidad de la especie hospedadora. Las cepas más virulentas son las que tienen una fuerte acción patógena para el ratón y dan también un proceso severo en otros animales de laboratorio. Las cepas de escasa virulencia provocan baja parasitemia y menor invasión tisular, y permanecen menos tiempo en el organismo (Araujo y col., 1976). Ciertas especies son genéticamente resistentes a la toxoplasmosis clínica. Las ratas y los perros adultos son resistentes y no manifiestan la enfermedad, sin embargo las ratas jóvenes y los cachorros de perro son muy receptivos y pueden morir de la infección. Los ratones de cualquier edad son muy sensibles a la infección y, de hecho, se utilizan para reproducir en ellos la enfermedad de forma experimental. Las vacas y los caballos se encuentran entre los hospedadores más resistentes a Toxoplasma gondii mientras que los Revisión bibliográfica 42 marsupiales y los monos del nuevo mundo son los más receptivos de padecer la infección (Dubey y Beattie, 1988). Las hembras lactantes o gestantes son más sensibles a la infección que las que no lo son. Este hecho es muy manifiesto sobre todo en ovejas y ratones y es debido, posiblemente, a los elevados niveles de estrógenos presentes en los procesos de gestación y lactancia (Dubey, 1993). La resistencia o sensibilidad a la enfermedad está ligada también a la existencia en el hospedador de otro proceso infeccioso concomitante (Remington, 1970). En el caso del perro, la toxoplasmosis clínica está asociada a la infección por el virus del moquillo. Por el contrario, ciertos virus y bacterias productores de interferon refuerzan la resistencia del organismo al parásito (Euzeby, 1987). Revisión bibliográfica 43 2.5. TOXOPLASMOSIS ANIMAL Se han identificado más de doscientas especies de sangre caliente en las cuales T. gondii forma quistes tisulares, es decir, son hospedadores intermediarios del parásito. Entre ellas se encuentra el hombre y prácticamente todos los mamíferos domésticos, además de pequeños roedores y aves. Sin embargo, los hospedadores definitivos en los cuales se desarrolla el ciclo sexual del parásito son exclusivamente algunos componentes de la familia Felidae. 2.5.1. Toxoplasmosis felina En 1965 Hutchison puso de manifiesto el papel fundamental del gato doméstico en el ciclo vital y epidemiológico de T. gondii como eliminador de ooquistes en la naturaleza. Desde entonces se han ido añadiendo otros felinos a la lista de hospedadores definitivos, entre los que se encuentran, además del gato doméstico (Felis catus), el gato silvestre o montés (Felis sylvestris), el ocelote (Felis pardalis), el puma (Felis concolor), el lince (Lynx lynx y Lynx rufus), otros gatos salvajes (Felis bengalensis y Felis jaguarundi), etc. (Frenkel y col., 1970; Miller y col., 1972); aunque estos felinos salvajes eliminan ooquistes en menor número que los gatos domésticos. El papel del gato es tan importante en la transmisión del parásito que prácticamente no existe infección por Toxoplasma ni en el hombre ni en los animales, en las zonas donde no hay gatos (Walace, 1973; Dubey y Livingston, 1986). Como vimos antes, la adquisición de la infección en gatos se produce especialmente por la ingestión de quistes tisulares que se encuentran en los tejidos de pequeños roedores y pájaros de los que se alimentan y en menor medida por la ingestión de ooquistes eliminados por otros gatos (Dubey, 1993). Por tanto, la extensión de la infección dependerá de la disponibilidad de pequeños roedores y pájaros infectados. Esto explica que la prevalencia de la infección sea mayor en gatos de campo que en los de ciudad, y más pequeña en gatos domésticos que en los Revisión bibliográfica 44 asilvestrados, ya que los primeros son alimentados por sus dueños y sus hábitos cazadores están muy disminuidos (Dubey, 1994). A los tres o cinco días desde que el gato adquiere la infección por primera vez, por consumo de quistes, comienza a eliminar ooquistes por las heces, que casi nunca son diarreicas, durante dos semanas. Después, aunque siga consumiendo carne contaminada con quistes, no volverá a eliminar ooquistes, en condiciones normales. Por eso, los gatos de más de seis meses que llevan desde los tres alimentándose de ratones serán inmunes y no eliminarán ooquistes, siendo los gatitos jóvenes los realmente responsables de la eliminación del parásito (Dubey, 1994). El primer caso de toxoplasmosis felina fue diagnosticado por Olafson y Monlux en 1942, en un gato de un año de edad que sufría inapetencia, fiebre, tos y adenopatías. Desde entonces numerosos autores han descrito la sintomatología y las alteraciones de la infección felina: Meier y col., 1957; Dubey y Frenkel, 1972; Frenkel, 1988; Dubey, 1991; Dubey y Carpenter, 1993. La infección primaria suele ocurrir en gatos de un mes a dos años de vida. En ellos, la enfermedad puede cursar de forma aguda (2–3 días): el gato aparece deprimido y anoréxico, con fiebre, y puede morir repentinamente sin otros signos clínicos claros. La enfermedad puede aparecer también de manera subaguda (2–3 semanas), y además de anorexia, apatía y fiebre presenta neumonía, la más importante de las manifestaciones clínicas de la toxoplasmosis en gatos. También puede aparecer hepatitis, necrosis pancreática, miositis, miocarditis y encefalitis. En ocasiones, los parásitos proliferan en la vesícula biliar produciendo inflamación crónica de la misma. Si la afección se cronifica durante meses o años, pueden aparecer lesiones oculares como retinitis o coroiditis y, a continuación, manifestaciones nerviosas. En ocasiones puede verse afectado el cerebro y el gato muere con síntomas clínicos de meningoencefalitis. En gatitos congénitamente infectados la toxoplasmosis puede ser muy grave, causando la muerte en muchas ocasiones. Múltiples encuestas serológicas se han realizado para conocer la prevalencia de la enfermedad en gatos. Los resultados varían con la edad de los animales y también con su Revisión bibliográfica 45 estilo de vida, siendo más alta en gatos asilvestrados que en gatos domésticos (Dubey y Beattie, 1988). 2.5.2. Toxoplasmosis ovina En 1954, Hartley y col. descubrían en Nueva Zelanda estructuras similares a T. gondii en los fetos abortados y en placentas de ovejas que habían tenido un aborto, conocido hasta entonces como de Tipo II. Desde entonces, la toxoplasmosis ha sido reconocida como la principal causa de abortos en ovejas en países como Nueva Zelanda, Australia o Gran Bretaña. Por ello, la especie ovina es, de entre todas las especies destinadas a consumo humano, la más investigada respecto a la forma natural de infección toxoplasmática y también en cuanto al desarrollo de la enfermedad y a las consecuencias que ésta tiene en las hembras gestantes. La primera comunicación acerca de la toxoplasmosis ovina fue realizada en 1942 por Olafson y Monlux al encontrar toxoplasmas en ovejas del estado de Nueva York que presentaban trastornos nerviosos locomotores, marcada disnea y descarga nasal. En el examen postmorten apareció una encefalomielitis no supurativa con células parasitarias en las lesiones. Hartley y Marshall (1957) demostraron que la toxoplasmosis era la causa, en Nueva Zelanda, de gran número de abortos en ovejas. Poco después, Hartley y Kater (1963) describieron las lesiones necróticas en las vellosidades de la placenta y en otros tejidos fetales. Koestner y Cole (1961), estudiaron la neuropatología de la toxoplasmosis ovina, descubriendo focos de necrosis cerebral y lesiones en el endotelio vascular de los capilares cerebrales. Watson y Beberley (1971) asociaron los abortos a las infecciones toxoplasmáticas en Gran Bretaña y consiguieron reproducir la infección experimentalmente por vía placentaria, bucal y nasal. Muchos de los estudios que se han realizado con posterioridad han estado encaminados al conocimiento de la toxoplasmosis congénita ovina, debido a las pérdidas Revisión bibliográfica 46 económicas que supone para las explotaciones, a causa de la disminución de productividad de las mismas (Freyre y col., 1999, Dubey y Kirkbide, 1989b). Cuando la infección se produce en ovejas no gestantes, la toxoplasmosis suele pasar inadvertida, sin apenas manifestaciones clínicas. Sin embargo, cuando la primoinfección ocurre durante la gestación, se producen abortos o mortalidad perinatal. (Dubey y Beattie, 1988). Los ooquistes esporulados ingeridos por una oveja gestante susceptible se rompen en el intestino delgado y liberan esporozoitos que penetran en el epitelio intestinal. A los cuatro días, los toxoplasmas se pueden encontrar en los nódulos linfáticos mesentéricos donde se multiplican, ocasionando un aumento de tamaño de los nódulos y focos de necrosis local (Dubey, 1984). Entre los cinco y doce días, los toxoplasmas se diseminan ampliamente originando una parasitemia. Coincidiendo con la parasitemia, la oveja sufre un proceso febril que puede alcanzar los 41ºC entre los días quinto o sexto (Buxton y col., 1988; Esteban–Redondo y col., 1999). El cese de la parasitemia coincide con el comienzo de una efectiva respuesta inmunológica, persistiendo los parásitos en forma de bradizoitos en el interior de los quistes tisulares. Si la infección ha ocurrido al principio de la gestación, ésta se establece en el útero grávido, donde la respuesta inmunológica de la madre está suprimida, y los taquizoitos invaden la septa caruncular, el tejido maternal de la placenta. Desde aquí llegan a los villi de los cotiledones de la placenta, entre el quinto y el décimo día desde el comienzo de la parasitemia (Buxton y Finlayson, 1986), originando focos de necrosis, de 1-2 mm de diámetro y de color blanco amarillento, que a veces pueden calcificar. Estos focos de necrosis son macroscópicamente visibles y pueden ayudar en el diagnóstico (Hartley y col., 1954; Beverley y Watson, 1971). Una vez parasitados los villi de la placenta, los taquizoitos llegan al feto, con unas consecuencias que dependerán del momento en el que se encuentre la gestación. La habilidad del sistema inmunológico del feto para responder a T. gondii, se desarrolla progresivamente a partir del día 60 ó 70 de gestación. Por tanto, si la infección se produce en los primeros días de la misma (1-40 días), causa una rápida muerte del feto, con reabsorción, que puede ser confundida con infertilidad. Si se produce hacia la mitad de la Revisión bibliográfica 47 gestación (40-120 días) provoca la muerte del feto con momificación, maceración o aborto. Con frecuencia, cuando se produce un aborto de mellizos, uno de ellos está momificado, mientras el otro aparece relativamente normal (Johnston, 1988; Blewet y Watson, 1983). Si la infección se produce en la última etapa de la gestación, cuando el sistema inmune del feto es más o menos competente, ocasiona corderos nacidos muertos o muy débiles e incluso corderos totalmente sanos que estarán infectados pero inmunes (Buxton y Finlayson, 1986). En un estudio realizado en Uruguay por Freyre y col. (1999), muestran que el aborto por toxoplasmosis ocurre en un 70% de las ovejas infectadas durante la gestación. Sin embargo, Waldeland (1977) describe unos niveles de abortos del 25%. Los corderos nacidos muertos o muy débiles presentan lesiones tales como: edema sanguinolento subcutáneo, exudado en las cavidades peritoneal y torácica, e hipertrofia de ganglios linfáticos y bazo. Histológicamente, aparecen lesiones cerebrales como una leucomalacia focal y una característica meningoencefalitis no supurativa. Lesiones inflamatorias focales, asociadas a infiltrados linfoides difusos pueden aparecer en hígado, pulmón, corazón y otros órganos (Buxton y col., 1982). Los corderos que sobreviven los primeros días, generalmente tienen un crecimiento normal, sin defectos neurológicos (Buxton y col, 1982). Las ovejas infectadas antes o durante la gestación adquieren inmunidad frente a T. gondii, y en gestaciones sucesivas no presentarán abortos por esta causa. El diagnóstico del aborto ovino debido a toxoplasmosis puede realizarse a partir de las lesiones características que aparecen en la placenta y en el feto y por la presencia de taquizoitos y quistes tisulares en la placenta (Dubey, 1987a). Se puede confirmar con pruebas serológicas realizadas a la madre y al feto (Buxton y Finlayson, 1986). Los quistes tisulares de T. gondii han sido aislados frecuentemente de ovejas, natural y experimentalmente infectadas (Jacobs y col., 1960; Dubey y Sharma, 1980). Se han detectado parásitos viables por inoculación de tejidos (cerebro, hígado, diafragma, músculos esqueléticos, etc.), en ratones o en gatos. El cerebro es el más intensamente Revisión bibliográfica 48 infectado, por lo que debe ser el órgano de elección para aislar toxoplasmas con propósitos diagnósticos (Uggla y col., 1987). Los niveles de anticuerpos específicos frente a T. gondii se elevan a las dos o tres semanas después de la infección y permanecen elevados por varios años (Blewett y col., 1983). La reinfección no supone un incremento en los niveles de anticuerpos (McColgan y col., 1988; Blewet y col., 1983). Múltiples encuestas serológicas se han realizado en todo el mundo, con unos resultados que varían notablemente según las zonas geográficas y los tests de diagnóstico utilizados (Dubey y Beattie, 1988). En España, Gómez Lus (1967), en Zaragoza, señala una seroprevalencia del 45%, mediante el DT; Mardones Sevilla (1969), en Córdoba, con la misma técnica encuentra un 15%. Aparicio Garrido y col. (1972) detectan en Madrid un 50% de positivos mediante la técnica IFI. En 1974, Albala Pérez, en León, detecta un porcentaje de seropositivos del 50% con DT, 46% con FC y un 14% con IFI. En la misma provincia, Paniagua Andrés (1976) señala una positividad del 64% con IFI. Rodríguez Osorio y Gómez García (1979), en Granada, encuentran mediante IFI una seroprevalencia del 58%. También mediante IFI, Sánchez Canelles (1985) encuentra una seropositividad del 14% en Valencia, 19% en Castellón, 12% en Alicante y 8% en Mallorca. Moreno y col. (1991), en Córdoba, obtienen una seroprevalencia del 39% con AD, 35% con AD 2-ME y un 34% con IFI. En Murcia, Ortiz Sánchez (1993) halla una seroprevalencia del 25% mediante AD y un 12,5% con HAI. En 1996, Marca y col. encontraron en Zaragoza una seroprevalencia del 35% con DA y del 43% con IFI y ese mismo año, en Madrid, Mainar y col. señalaron una seroprevalencia del 11,8% usando AD-2ME. En otros países también han sido numerosas las encuestas serológicas realizadas. Entre las últimas se encuentran las de O’ Donoghue y col. (1987) en Australia; Bekele y Kasali (1989) en Etiopía; Pandey y Van-Knapen (1992) en Zimbagüe; Samad y col.(1993) en Bangladesh; Lunden y col. (1994) en Suecia; Hashemi-Fesharki (1996) en Irán; Zaki (1995) en Paquistán; Pita y col. (1999) en Brasil; Freyre y col. (1999) en Uruguay, etc. Revisión bibliográfica 49 2.5.3. Toxoplasmosis bovina En 1953, Sanger y col. describen los primeros casos de toxoplasmosis naturalmente adquirida en bovinos. Desde entonces, muchos científicos han investigado y discutido si realmente T. gondii causa enfermedad clínica y abortos en bovinos. Sanger y col. (1953) investigaron en Ohio, Estados Unidos, cuatro rebaños de vacas en los que existían problemas sanitarios (alta mortalidad, trastornos nerviosos, etc.). Los signos clínicos que presentaban los animales eran especialmente de tipo respiratorio (tos, disnea, descarga nasal) y nervioso (ataxia, temblores, sacudidas de cabeza). En algunos animales se produjo la muerte de forma repentina y en otros, tras varios meses de la aparición de los signos. Algunos animales habían dado positivo al test intradérmico de la toxoplasmina. Estructuras similares a T. gondii fueron encontradas en muestras de tejidos, especialmente en cerebro, pulmón y ganglios linfáticos. Estos hallazgos han sido cuestionados por Dubey (1986) al considerar que la enfermedad informada por Sanger no es debida a T. gondii, ya que no encontró toxoplasmas, ni otros protozoos, al reexaminar las muestras de tejidos utilizadas por Sanger. Sanger y col. (1953) intentaron reproducir la toxoplasmosis inoculando taquizoitos a varias terneras, por distintas vías. Estos animales presentaban a las 24 horas fiebre y anorexia, recuperándose después sin mostrar ningún signo clínico de enfermedad. Koestner y Cole (1961) estudiaron la neuropatología de la toxoplasmosis en vacas experimentalmente infectadas por Sanger, encontrando en el cerebro edema perivascular y focos de necrosis, que contenían numerosos toxoplasmas. Muchos autores han estudiado distintos aspectos del desarrollo de la enfermedad, inducida de forma experimental, en bovinos: Guillo y Desmonts (1960); Rommel y col. (1966); Munday (1978); Stalheim y col. (1980); Beverley y col. (1977); Costa y col.(1977); Stalheim y col. (1980); Dubey (1983 y 1985); Esteban-Redondo y col. (1997 y 1999). Todos ellos coinciden en que la toxoplasmosis en la especie bovina no tiene graves consecuencias. Entre los 3 y 7 días, tras la inoculación comienza un periodo febril y los animales pierden el apetito, algunos tienen diarrea y dificultad respiratoria, pero Revisión bibliográfica 50 generalmente se recuperan dentro de la tercera semana. No se ha demostrado que ningún animal muera a causa de la toxoplasmosis, tras la inoculación experimental. La transmisión congénita de la toxoplasmosis en vacas ha sido muy discutida durante años. Munday y col. (1973) informaron de la presencia de estructuras similares a quistes de T. gondii en dos fetos abortados en Australia, que además presentaban leucoencefalomalacia y nódulos microgliales en el cerebro. Sin embargo, estudios posteriores de la morfología del parásito realizados por Dubey en 1983, han señalado a Sarcocystis como el agente causal de los abortos. Otros autores como Cravero (1977), Hartley (1984), etc. han informado de la presencia de parásitos similares a T. gondii en los fetos o estructuras fetales, pero su credibilidad es dudosa y probablemente se trate, como en el caso anterior, de Sarcocystis, por lo que no hay datos documentales de abortos en vacas debidos a una infección toxoplasmática naturalmente adquirida (Dubey, 1986). Vacas gestantes inoculadas con ooquistes o quistes tisulares desarrollan fiebre y anorexia transitoria, pero paren terneros sanos. En los tejidos de los terneros o en las placentas no pudo aislarse el parásito (Munday, 1978; Stalheim y col., 1980; Dubey, 1983). Dubey (1986) concluye que, con la evidencia actual, se puede afirmar que aunque T. gondii puede ser transmitido de forma transplacentaria, no es probable que sea causa de aborto o mortalidad perinatal en vacas. Desde que Sanger y col. (1953) informaron del aislamiento de T. gondii en la leche de vacas naturalmente infectadas, muchos autores han buscado toxoplasmas en la leche de vacas inoculadas experimentalmente con resultados esencialmente negativos (Munday, 1978; Stalheim y col.,1980; Dubey, 1983). Únicamente, Rommel y Breuning (1967) consiguieron un aislamiento positivo en un ratón de los 2058 inoculados con muestras de leche de tres vacas infectadas experimentalmente con T. gondii. De ello se deduce que la leche de vaca no pasteurizada no es importante en la epidemiología de la toxoplasmosis (Dubey, 1986). Revisión bibliográfica 51 El aislamiento de toxoplasmas a partir de bovinos naturalmente infectados se ha realizado en muy pocas ocasiones. Recientemente, Dubey (1992) ha informado del aislamiento de T. gondii de la pared del intestino de una vaca adulta con títulos muy altos de anticuerpos frente a Toxoplasma. En infecciones experimentales, los intentos por aislar el parásito demuestran que los toxoplasmas pueden invadir y enquistarse en muchos tejidos bovinos, pero no persisten en ellos por largo tiempo (Dubey,1986). Sin embargo, en un estudio realizado por Dubey y Thulliez (1993) se informa que T. gondii puede permanecer en los tejidos de una vaca infectada experimentalmente durante más de tres años. Por tanto, podemos concluir que la resistencia de los bovinos frente a T. gondii es mayor que la de otros animales domésticos, aunque los mecanismos que intervienen en esta resistencia o susceptibilidad no son aún bien conocidos. Los bovinos son susceptibles a la infección, pero muy resistentes a la enfermedad. Los parásitos desaparecen rápidamente de los tejidos, por lo que la carne de vaca no tiene un papel claro en la transmisión de la infección a los humanos. Esta última conclusión ha sido cuestionada por Wyss y col.(2000) quienes, en un estudio realizado mediante la técnica PCR en muestras de cerebro y músculo procedentes de bovinos de abasto en Suiza, han encontrado una prevalencia que oscila entre un 1% encontrada en los terneros y un 6% hallada en vacas jóvenes. Anticuerpos séricos frente a Toxoplasma se han encontrado en bovinos de todo el mundo, pero los niveles reales de prevalencia son muy difíciles de determinar (Dubey y Beattie, 1988) debido a los problemas de especificidad que presentan los tests serológicos. El Dye-test de Sabin y Feldman no es aconsejable para el diagnóstico de la toxoplasmosis bovina, ya que puede dar falsos positivos debido a la presencia de globulinas (IgM) naturales (Dubey y Beattie, 1988). Dubey y col. (1985) en un estudio comparativo de las técnicas de Aglutinación directa modificada, Dye-test, Hemoaglutinación indirecta y Aglutinación en látex, encontraron que la Aglutinación directa modificada era la más sensible para el diagnóstico de la toxoplasmosis. Revisión bibliográfica 52 Al igual que en ovinos, múltiples encuestas serológicas se han realizado por todo el mundo, con unos resultados que varían según la técnica de diagnóstico empleada y el lugar donde se hayan producido (Dubey y Beattie, 1988). En España, Gómez Lus (1967), en Zaragoza, encuentra un 14,2% de positivos con DT. Mardones Sevilla (1969) con las técnicas DT y Fijación de complemento encuentra un 8% de seropositivos en animales de Tenerife y Córdoba. Aparicio Garrido (1972), en Madrid, mediante IFI obtiene un 35,8% de positivos; Moreno y col. (1991) obtienen unos resultados del 47% mediante Aglutinación directa, un 40% mediante IFI y un 41% mediante AD 2-ME en Córdoba; Rodríguez Ponce (1994), en Gran Canaria, obtiene una prevalencia del 88,7% mediante ELISA; Ortiz Sánchez (1993), en Murcia, encuentra una seroprevalencia del 86% con la técnica AD y un 78,4% mediante IFI. En otros países, recientemente, han realizado encuestas serológicas: Bekele (1989) en Etiopía; Samad y col. (1993) en Bangladesh; Adesiyun y Cazabon (1996) en Trinidad; Zaki (1995) en Pakistan; van-Knapen y col. (1995) en Holanda; Arias y col. (1994) en Costa Rica; Pita-Gondim y col. (1999) en Brasil, etc. 2.5.4. Toxoplasmosis caprina Las investigaciones sobre toxoplasmosis caprina están numéricamente muy por debajo de las referentes a la toxoplasmosis en bovinos y ovinos. Esto se debe a la menor importancia numérica y económica que el ganado caprino ha tenido, con respecto a bovinos y ovinos, en la mayor parte de los países industrializados. Sin embargo, en los últimos años, tanto en España como en otros países, hay un renovado interés en la producción caprina, a causa de la creciente demanda de leche, queso y carne de cabra, por lo que el número de explotaciones se ha incrementado notablemente. Desde el punto de vista sanitario, la importancia de la toxoplasmosis en el ganado caprino se ha demostrado similar a la del ganado ovino. Las primeras referencias del estudio de la toxoplasmosis caprina datan de 1953 cuando Miller y Feldman informan sobre la parasitación de animales naturalmente infectados en U.S.A. En años posteriores otros autores como Feldman y Miller (1956), Revisión bibliográfica 53 Angeloff y col. (1957), Catar (1959), Burgisser (1960), etc., dan a conocer la existencia de la parasitosis en diversos países, con unos resultados muy dispares. Munday y Mason (1979), en Tasmania, Australia, son los primeros en informar de casos de abortos en cabras debidos a toxoplasmosis. Diversos estudios realizados por Dubey, (1981a,b) y Nurse y Lenghaus (1986) indican que la mortalidad perinatal es en cabras más severa que en ovejas, aunque las lesiones que presentan las crías son comparables en ambas especies. Según Dubey (1981b), en una cabra gestante que sufre una primoinfección por toxoplasmas, la parasitemia ocurre durante la primera semana postinfección, la placenta es infectada durante la segunda semana y los tejidos fetales aproximadamente dos o tres días después. Los abortos pueden ocurrir en cualquier momento, transcurridos 21 días de la infección. En algunos casos, los abortos se producen antes de que los toxoplasmas se hayan extendido masivamente por la placenta y hayan alcanzado los tejidos fetales. La causa de estos abortos precoces sería la fiebre producida en la madre tras la infección. Engeland y col. (1996) sugieren que los abortos pueden estar provocados, en muchas ocasiones, por los cambios hormonales que se originan al estar alterada la función endocrina placento-fetal, debido al establecimiento de la infección en la placenta y también en el feto. Cuando la hembra se infecta durante la primera mitad de la gestación, los efectos sobre el feto son más graves que si la infección ocurre en la segunda mitad. En el primer caso se pueden producir abortos con reabsorción, maceración y momificación o nacidos muertos. En otras ocasiones los cabritos nacen débiles y mueren pronto (Dubey, 1981b; Nurse y Lenghaus, 1986). Los abortos aparecen en cabras de todas las edades, que sufren una primoinfección por toxoplasmas durante la gestación. Por regla general, cuando se producen los abortos, las cabras están clínicamente normales, sin ningún signo de enfermedad (Dubey, 1981c). En 1986 Nurse y Lenghaus informaron de una epidemia de toxoplasmosis en un rebaño de cabras de angora australianas. El 52% de las cabras habían tenido abortos o crías muertas. El examen patológico de los tejidos de las crías mostraba meningitis y encefalitis no supurativa, bronconeumonía necrótica y hepatitis. Las placentas presentaban pequeñas Revisión bibliográfica 54 áreas blanco-amarillentas de 1 cm de diámetro, necrotizadas y mineralizadas. Las zonas de necrosis aparecen en los cotiledones fetales, mientras que las áreas íntercotiledóneas están normales. La toxoplasmosis caprina se produce cuando un animal ingiere ooquistes de T. gondii. Al igual que en otros hospedadores intermediarios, los toxoplasmas se multiplican en la mucosa intestinal y en los nódulos linfáticos. La parasitemia ocurre durante la primera semana y los toxoplasmas son diseminados rápidamente, vía sanguínea y linfática, hacia los tejidos viscerales y musculares, donde se enquistan hacia la segunda semana. Las cabras pueden presentar fiebre, anorexia, diarrea, disnea, enteritis o encefalitis. Normalmente, la recuperación tiene lugar dos semanas después de la infección (Dubey y Sharma, 1980; Dubey, 1981b, 1987b). Los quistes tisulares pueden persistir en los músculos y órganos, como el corazón, hígado o cerebro, durante prácticamente toda la vida del animal (Dubey, 1988), por lo que el consumo de carne de cabra poco cocinada puede ser una fuente de infección para los seres humanos. Rieman y col. (1975) y Sacks y col. (1982) han informado de casos de seres humanos que han adquirido la enfermedad tras consumir leche de cabra sin pasteurizar. En la leche de cabras experimentalmente infectadas se han aislado taquizoitos (Dubey, 1980; Vitor y col., 1991), y aunque los taquizoitos son formas que se destruyen con las enzimas digestivas, pueden sobrevivir fácilmente en el tracto digestivo de los niños y también en el de algunos adultos transmitiendo la enfermedad. Numerosos test serológicos son usados para detectar anticuerpos antitoxoplasmas en cabras. Uno de los primeros en estudiar la respuesta serológica en cabras fue Nobuto y col.(1960), quienes utilizaron la técnica del Dye Test y la Fijación del complemento. Hoy día estos métodos son poco usados y han sido sustituidos por otras pruebas como la Aglutinación directa, Hemoaglutinación indirecta, Inmunofluorescencia indirecta o la prueba de ELISA. En España, Mardones Sevilla (1969) obtuvo una positividad de 5% utilizando la técnica del DT y FC. En Granada, Rodríguez Osorio y Gómez García (1979) encontraron un 79% de positividad mediante IFI. Moreno y col. (1991), en Córdoba, obtuvieron una Revisión bibliográfica 55 prevalencia del 50,4% mediante AD y del 43,8% mediante AD-2ME e IFI. Rodríguez Ponce (1994), en Gran Canaria, obtuvo una prevalencia del 63,3% mediante ELISA. Ortiz Sánchez (1993) halló una positividad en Murcia del 41,5% utilizando la técnica AD y un 35,5% mediante la prueba de HAI. Mainar y col. (1996), en Madrid, encontró una seroprevalencia en cabras del sólo 2,8% utilizando AD-2ME. Son muy numerosas las encuestas epidemiológicas realizadas en otros países, en los últimos años. Entre ellas se encuentran las de Dubey (1985) en U.S.A.; Nene y col. (1986) en India; Gorman y col.(1986) en Chile; Machado y Lima (1987) en Brasil; Moretti y col. (1988) en Italia; Uminski y col. (1989) en Polonia; Gallo y col. (1989) en Túnez; Patton y col. (1990) en USA; García Vázquez y col. (1990) en Méjico; Dubey y Adams (1990) en USA; Roger y col. (1991) en la Isla de Reunión; Opel (1991) en Nueva Zelanda; Dorny y Van Aken (1992) en Sri Lanka, Dorny y col. (1993) en Malaysia; Hashemi-Fesharki (1996) en Irán, Pita Gondim (1999) en Brasil, etc. Revisión bibliográfica 56 2.6. DIAGNÓSTICO El diagnóstico de la toxoplasmosis no puede establecerse únicamente por los signos clínicos, ya que sus síntomas pueden parecerse a los de otras muchas enfermedades. Por tanto, se recurre para su diagnóstico a métodos de laboratorio biológicos, histológicos o serológicos. 2.6.1. Aislamiento del parásito El aislamiento del parásito puede realizarse mediante la inoculación de materiales sospechosos en animales de laboratorio o mediante cultivos celulares (Derouin y col., 1987; Dubey y Beattie, 1988). Para llevar a cabo el aislamiento del parásito se utiliza el ratón blanco de laboratorio, pues es muy sensible a la infección y raramente la padece de manera espontánea. Los ratones son inoculados intraperitonealmente o subcutáneamente con tejidos, secreciones o fluidos corporales como sangre o líquido cefalorraquídeo. Para poder inocular los tejidos, éstos deben ser homogenizados y suspendidos en suero salino que contenga penicilina y estreptomicina. En caso de toxoplasmosis, transcurridos 6–14 días tras la inoculación, los ratones presentan ascitis, y el líquido peritoneal es analizado en busca de taquizoitos. También se analizan al microscopio muestras de cerebro para buscar quistes tisulares. Si el examen del líquido ascítico es negativo y tampoco se encuentran quistes en el cerebro de los ratones inoculados, se realizan reinoculaciones en un segundo grupo de ratones, y si es dudoso en un tercer grupo o más, inoculando muestras de cerebro, hígado y bazo. En ocasiones, se necesitan varios pases antes de que los parásitos adquieran la virulencia suficiente para causar ascitis. Como alternativa, se puede administrar a los ratones cortisona para favorecer el desarrollo de una toxoplasmosis aguda. Si al cabo de las seis semanas, no se manifiesta ningún síntoma en los ratones inoculados, se les realizan pruebas serológicas y se analizan muestras de sus cerebros. Si ambas son negativas, se descarta la existencia de toxoplasmosis. Revisión bibliográfica 57 El mayor inconveniente de este método es que el diagnóstico definitivo puede tardar hasta 8 semanas y que los ratones que se utilizan han de estar libres de la toxoplasmosis. El método de diagnosis directa sobre cultivos celulares (Derouin y col, 1987) no se usa normalmente, a pesar de su utilidad; pues aunque es menos sensible que la inoculación en ratón, sus resultados son mucho más rápidos y muy regulares. Este método se basa en el cultivo de los parásitos sobre fibroblastos de origen humano, controlando su desarrollo a los 2, 4, 8 y 10 días después de la incubación. Este control no se realiza por examen microscópico, sino por Inmunofluorescencia indirecta. Cuando se trata de analizar grandes cantidades de tejidos, como por ejemplo carne destinada para consumo humano, Dubey y Beattie recomiendan realizar una digestión pépsica de los tejidos. Esta digestión permite destruir las células musculares del tejido sin dañar demasiados T. gondii (Sharma y Dubey, 1981), para disminuir así el volumen que se inocula. Dubey (1983) propone administrar las muestras oralmente a gatos toxoplasma– negativos. Este procedimiento es aconsejable, ya que los gatos tienen la ventaja de poder ingerir mayor volumen de muestras y, además, la positividad de estas muestras se puede demostrar mediante la seroconversión del felino y también mediante la presencia de ooquistes de T. gondii en las heces, puesta de manifiesto por medio de técnicas de flotación. 2.6.2. Diagnóstico histológico El diagnóstico histológico puede realizarse a partir de líquidos orgánicos, frotis o muestras de tejidos obtenidos por biopsia o necropsia. Sin embargo, la visualización del parásito es difícil, especialmente utilizando los métodos de tinción convencionales, aun cuando las muestras se encuentren en perfecto estado de conservación y hayan sido tomadas de zonas con lesiones típicas de toxoplasmosis (Dubey, 1993). A veces, en las muestras tomadas de las lesiones, los parásitos pueden aparecer degenerados, con forma oval y defectos de tinción, con un aspecto similar a células hospedadoras degeneradas, por lo que no se debe dar un diagnóstico hasta encontrar células Revisión bibliográfica 58 en perfecto estado. Aun así, en ocasiones es difícil distinguir los toxoplasmas de otros parásitos como Sarcocystis, Hammondia o Besnoitia (Dubey, 1993). Los métodos inmunohistoquímicos se han utilizado para evitar los problemas de visualización e identificación de T. gondii en frotis o muestras histológicas. Entre estos métodos se encuentra la técnica directa de anticuerpos fluorescentes (Goldman, 1957), que hoy día está siendo sustituida por otras técnicas más específicas y sensibles como la tinción indirecta con peroxidasa y la tinción peroxidasa antiperoxidasa (P.A.P.) (Bourne, 1983). Esta última técnica es la de elección para constatar la existencia del parásito en fetos o estructuras fetales que presenten una alta descomposición (Uggla y col.,1987). Los cotiledones, corazón, pulmón, cerebro y músculo esquelético son las muestras fetales recomendadas para realizar este estudio inmunohistoquímico. 2.6.3. Diagnóstico serológico Existen numerosos métodos serológicos que se fundamentan en la detección en el hospedador de anticuerpos humorales desarrollados frente a T. gondii. T. gondii presenta un gran número de antígenos. El método de estudio con anticuerpos monoclonales ha revelado la existencia de 20 antígenos de membrana, 6 antígenos de origen citoplasmático y 2 antígenos metabólicos. Estos antígenos metabólicos son excretados por los toxoplasmas y pasan a la sangre, sobre todo durante la fase inicial de la infección, donde se mezclan con los antígenos citoplasmáticos liberados por la lisis de los parásitos (Euzeby, 1987). El hospedador infectado elabora en primer lugar anticuerpos frente a los antígenos de membrana del parásito y después, tras la lisis de los toxoplasmas, frente a sus antígenos citoplasmáticos y metabólicos. La cinética humoral en el hombre es similar a la que presentan otros animales, especialmente la oveja y cabra. La primera semana después de la infección aparecen las IgM, alcanzando su nivel máximo aproximadamente a las 3 semanas, para después disminuir, siendo muy poco abundantes a partir de los 3 ó 4 meses. Por tanto, la detección de IgM nos indica la existencia de una infección reciente. Revisión bibliográfica 59 Las IgG comienzan a aparecer hacia la segunda o tercera semana tras la infección y continúan aumentando hasta alcanzar una meseta en la que se mantienen de 8 meses a dos años, para después disminuir débilmente, manteniéndose así el resto de la vida. Las IgA aparecen después que las IgM pero antes que las IgG, siendo su cinética paralela a éstas últimas (Euzeby, 1987). Existen técnicas diagnósticas que miden los anticuerpos del tipo IgG, otras técnicas permiten medir los niveles de IgM y, algunas, no permiten diferenciar unas inmunoglobulinas de otras y miden sólo los anticuerpos totales. Existen numerosos métodos serológicos para detectar los anticuerpos humorales frente a Toxoplasma. Entre los más utilizados para el diagnóstico de la toxoplasmosis se encuentran: el Dye-test (Sabin y Feldman, 1948), el Test de fijación de complemento (Warren y Russ, 1948; Fulton y Fulton, 1965), la Aglutinación directa (Fulton y Turk, 1959; Desmonts y Remington, 1980), la Hemoaglutinación indirecta (Jacobs y Lunde, 1957), la Inmunofluorescencia indirecta (Goldman, 1957; Fletcher, 1965), las Reacciones inmunoenzimáticas (ELISA) (Voller y col., 1976). 2.6.3.1. Dye–test o prueba del azul de metileno (D.T.) Esta prueba conocida también como “Test de lisis de taquizoitos” fue descrita por Sabin y Feldman en 1948. Se basa en la lisis de T. gondii en presencia de anticuerpos y de un factor sérico accesorio (la properdina, elemento del complemento). Los taquizoitos vivos son incubados con el factor sérico y el suero problema a 37ºC durante 60 minutos y después se añade el azul de metileno. El antígeno está formado por taquizoitos vivos e intactos, procedentes del líquido ascítico de un ratón inoculado 48 horas antes. Los anticuerpos presentes en el suero problema provocan la destrucción de los taquizoitos, que ya no se pueden teñir con el colorante azul de metileno (pH 11) apareciendo al microscopio como “toxoplasmas fantasmas”. Revisión bibliográfica 60 En 1960, Desmonts modifica la técnica sustituyendo la tinción con azul de metilieno por la observación directa de la lisis, sin colorante, en un microscopio de contraste de fases. Los toxoplasmas lisados pierden su refringencia y aparecen al microscopio opacos, frente a los vivos que aparecen refringentes. En ambas técnicas los resultados se cuantifican como la dilución más alta de suero que lisa el 50% de los toxoplasmas presentes en una suspensión estándar. Los anticuerpos detectados son IgG, elaborados como respuesta a los antígenos de membrana del parásito. Estos anticuerpos pueden detectarse entre 8 y 20 días después de la infección, alcanzando un máximo al cabo de uno o dos meses. Este máximo se mantiene en meseta durante 9 a 10 meses para después disminuir lentamente, sin llegar nunca a desaparecer. A pesar de su sensibilidad esta técnica no es muy aconsejable en vacas, debido a que puede dar falsos positivos a causa de la presencia de globulinas naturales en el suero. Estas inmunoglobulinas pueden ser parcialmente inactivadas calentando el suero a 80ºC durante una hora (Dubey y col., 1985). Esta técnica es sensible y específica, pero no es muy utilizada hoy día, ya que es técnicamente complicada, peligrosa para los manipuladores, cara y necesita disponer de una fuente continua de toxoplasmas vivos, por lo que ha quedado como un método de referencia que sólo se realiza en algunos laboratorios especializados. A fin de que los resultados sean comparables se recomienda que los títulos se expresen en U.I./ml y que se use un suero antitoxoplasma estándar de referencia. El umbral de especificidad admitido es de 2 a 5 U.I./ml. (Biomerieux, 1983). 2.6.3.2. Inmunofluorescencia indirecta La detección de anticuerpos mediante fluorescencia fue iniciada por Goldman (1957). Posteriormente Ambroise-Thomas y col. (1966) modificaron la técnica, introduciendo el uso de contracolorantes que eliminan en gran parte las fluorescencias inespecíficas, especialmente en sueros débilmente positivos, con lo que se facilita el diagnóstico. Revisión bibliográfica 61 El método consiste en poner en contacto el antígeno, toxoplasmas inactivados y fijados con formol en un porta, con el suero problema diluido. Los anticuerpos presentes en el suero, se fijan sobre el parásito y este fenómeno se visualiza mediante antiinmunoglobulinas marcadas con isotiocianato de fluoresceína. La lectura se facilita con una contracoloración por azul de Evans, observándose con un microscopio de fluorescencia. Los anticuerpos detectados mediante esta técnica son las Ig totales, IgG o IgM, según la antiinmunoglobulina empleada. Una modificación de esta técnica, encaminada a la detección de IgM en niños infectados congénitamente, fue realizada por Remington y col. en 1968. Este método conocido como “IgM-IFI” o “Test de Remington” se basa en que las IgM, al ser más pesadas, no pueden atravesar las barreras placentarias, mientras que las IgG, más ligeras, sí las cruzan. Por tanto, la existencia de IgM en el feto nos indica su contacto con el parásito. Esta técnica también se utiliza para la detección de toxoplasmosis aguda en humanos. Los anticuerpos antinucleares y el factor reumatoide, pueden originar falsas reacciones positivas en la prueba de IgM. Según Sulzer y col. (1986) la eliminación por absorción del factor reumatoide o la separación por filtración de las IgM pueden eliminar estos problemas. El umbral de especificidad generalmente admitido para la IgG es de 10 U.I./ml y de 40 a 50 U.I./ml, expresado a la inversa de la dilución, para la IgM. Las experiencias de Munday y Dubey (1986) y Arthur y Blewett (1988) han demostrado que la utilización de la técnica IFI en abortos toxoplásmicos ovinos en buen estado de conservación, es un método rápido y eficaz para el diagnóstico de la toxoplasmosis congénita. En los estudios comparativos realizados entre las técnicas IFI y el DT, se demuestra que existe una gran concordancia entre los resultados de ambas pruebas, tanto desde el punto de vista cualitativo como cuantitativo, alcanzándose unos valores de correlación que oscilan entre el 95% y el 96% (Dubey y Beattie,1988). Revisión bibliográfica 62 La utilización de la IFI se ha generalizado ampliamente y es una de las técnicas más usadas para el diagnóstico y el estudio seroepidemiológico de la toxoplasmosis. Esto se debe a que es una prueba sensible, específica y fácilmente reproducible en el laboratorio, además de usar como antígenos toxoplasmas muertos. 2.6.3.3. Aglutinación directa Esta técnica fue descrita por Fulton y Turk en 1959. Posteriormente fue modificada por Couzineau y Baufine-Ducrocq (1970) y por Desmont y Remington (1980) para aumentar su sensibilidad y especificidad. Esta prueba emplea los mismos antígenos utilizados en la IFI, es decir, taquizoitos formolados. Cuando los toxoplasmas enteros y formolados se ponen en contacto con la muestra de suero diluida, la presencia de anticuerpos ocasiona la formación de un velo de parásitos aglutinados que se extiende por más de la mitad del fondo de la cúpula donde se efectúa la reacción. Si la reacción es negativa, los parásitos sedimentan en el fondo formando un botón o un anillo. Los anticuerpos detectados son tanto IgG como IgM, formados en relación con los antígenos de membrana y también con los antígenos citoplasmáticos. La aglutinación directa es muy sensible para la detección de las IgM, por ello es un método de elección para el diagnóstico de la toxoplasmosis congénita y de la toxoplasmosis adquirida evolutiva. Sin embargo, la presencia de IgM naturales pueden dar falsos positivos. Si las muestras se tratan con 2-mercaptoetanol sólo se ponen de manifiesto las IgG específicas. El umbral de especificidad para las IgG es de 8 ó 10 U.I/.ml. La sensibilidad de la prueba aumenta si se usan antígenos sensibilizados (Desmonts y Remington, 1980), que son toxoplasmas de una cepa especial, enteros, inactivados y sometidos a un tratamiento enzimático. Para evitar los falsos positivos debidos a las IgM naturales, se tratan todos los sueros con 2-mercaptoetanol, detectando entonces sólo las IgG específicas dirigidas contra los antígenos de membrana. Revisión bibliográfica 63 El método de la Aglutinación directa con antígeno sensibilizado es fiel y preciso, con unos resultados próximos al DT e IFI tanto en humanos como en animales (Desmonts y Remington, 1980). El nivel de especificidad normalmente admitido es de 4 U.I./ml. Oshima y col. (1981) han desarrollado una modificación de las técnicas de aglutinación, que se basa en presentar el antígeno fijado a partículas inertes como el látex (Test de aglutinación en látex). Esta prueba es fácil de realizar y no requiere ningún equipo especial, con unos resultados semejantes al DT (Dubey y Beattie, 1988). 2.6.3.4. Hemaglutinación indirecta La técnica de Hemaglutinación indirecta es un tipo de aglutinación pasiva que utiliza los hematíes como soporte del antígeno toxoplásmico y fue descrita en 1957 por Jacobs y Lunde. Los antígenos son hematíes de cordero formolados y sensibilizados con antígenos toxoplásmicos. Estos antígenos se obtienen tratando los toxoplasmas por procedimientos físico-químicos y fijando los antígenos de membrana y citoplasmáticos recogidos sobre la superficie de los hematíes. Cuando estos antígenos se ponen en contacto con el suero problema, la presencia de anticuerpos provoca la aglutinación de los hematíes en las cúpulas con unos resultados similares a los de la Aglutinación directa, con la ventaja de que las diferencias de color y densidad entre los hematíes y sus diluyentes, hacen más fácil la observación de los resultados. Esta técnica ha sufrido algunas modificaciones como por ejemplo, utilizar hematíes humanos del tipo 0 Rh negativo, en lugar de hematíes de cordero (Lewis y Kessel, 1961), para evitar las reacciones heterófilas que pueden ocurrir cuando se utilizan los de cordero. Los anticuerpos que se detectan son, sobre todo, IgG. No obstante, se puede saber indirectamente si existen IgM después del tratamiento de los sueros con 2-mercaptoetanol. La composición antigénica de la membrana es muy variada, por ello se pueden producir falsas reacciones positivas, por presencia en los sueros problema de anticuerpos inespecíficos que reaccionan frente al eritrocito y no frente al antígeno toxoplásmico. Este Revisión bibliográfica 64 inconveniente se soluciona tratando los sueros para reducir las IgM naturales y absorber las hemoaglutininas naturales anticordero. Los resultados de la prueba van a depender de la composición de la preparación antigénica. Cuando ésta sólo contenga antígenos citoplasmáticos, los anticuerpos detectados serán las IgG, que aparecen más tardíamente tras la infección. Por el contrario, si la preparación antigénica contiene también antígenos de membrana se pondrán de manifiesto las IgM, de detección más temprana, pero en este caso la técnica es más sensible a los anticuerpos naturales. El umbral de especificidad admitido es de 40, expresado en inversa de la dilución (Biomerieux, 1983). La reacción bien puesta a punto y estandarizada, es de fácil ejecución y lectura, comparable en sus resultados al DT e IFI para la detección de IgG. 2.6.3.5. Fijación de complemento Nicolau y Ravelo (1937) fueron los primeros en utilizar esta técnica, obteniendo el antígeno de un extracto de bazo en alcohol, procedente de un conejo muerto por toxoplasmosis. Desde entonces, se han desarrollado distintas variantes de esta prueba, que se diferencian en el método utilizado para la obtención del antígeno. Warren y Russ (1948) usan antígenos obtenidos a partir de la membrana corioalantoidea de embrión de pollo infectado de toxoplasmosis; Sabin (1949) y Steen y Kass (1951) usan antígenos preparados a partir de exudado peritoneal de ratones blancos infectados. Este método se basa en el clásico esquema de una reacción antígeno-anticuerpo, puesta de manifiesto por el complejo hemolítico “glóbulos rojos de carnero / hemaglutinina anticarnero”. Cuando la reacción es positiva, el complemento es fijado por el complejo Ag-Ac y no queda libre con respecto al par hemolítico, por lo que no se produce hemólisis. Cuando la reacción es negativa, el complemento queda libre con respecto al par hemolítico, ya que no existe reacción Ag-Ac y por tanto se produce hemólisis. Tanto las IgG como las IgA, fijan el complemento, pero los títulos que se obtienen son más bajos y posteriores a los que se obtienen mediante el DT. Revisión bibliográfica 65 Dubey (1988) afirma que la Fijación de complemento no es un test de elección a causa de lo complejo de su procedimiento y a la falta de estandarización de los antígenos y los reactivos. 2.6.3.6. Reacciones inmunoenzimáticas En 1976, Bout y col. y Voller y col. aplican por primera vez las técnicas inmunoenzimáticas en fase sólida (Enzime Linked ImmunoSorbent Assay: ELISA) en la detección de anticuerpos frente a T. gondii. Los antígenos utilizados son, al igual que en las técnicas de hemoaglutinación, antígenos solubles citoplasmáticos y de membrana. Los antígenos, fijados sobre un soporte sólido, se incuban con la muestra de suero problema. Los anticuerpos presentes en la muestra, se fijan sobre la preparación antigénica, y se ponen de manifiesto con conjugados antiglobulínicos marcados con un enzima, normalmente la peroxidasa, que a su vez se revelan por hidrólisis de un sustrato químico. Los anticuerpos que se pueden detectar son IgM o IgG, según los conjugados que se utilicen en la prueba. En un estudio comparativo de la precisión de los títulos séricos obtenidos por las técnicas ELISA e IFI, realizado por Calamel (1986), en el marco de un control de calidad aplicado al serodiagnóstico de la toxoplasmosis, se revela que es dos veces más fácil obtener un título correcto con la técnica ELISA que con IFI y cuatro veces más fácil si se exige una titulación perfecta. Según Dubey (1991) la técnica de ELISA y sus modificaciones parecen ser el futuro de las pruebas de serodiagnóstico. De hecho, la técnica ELISA presenta una gran ventaja sobre las otras pruebas diagnósticas al poder utilizar una única dilución de suero. Por tanto, se realiza una sola medición colorimétrica, ya que la cantidad de anticuerpos presentes en el suero es directamente proporcional a la intensidad de color resultante del desdoblamiento enzimático del sustrato. Esto permite también poder analizar un gran número de muestras de forma simultánea y rápida. Revisión bibliográfica 66 Entre las modificaciones del test ELISA se encuentra la realizada por Naot y Remington (1980), que desarrollaron el IgM-ELISA para detectar de manera precoz las IgM presentes en un suero. En 1981, Desmonts y col. desarrollaron la IgM-ISAGA (IgM ImmunoSorbent Agglutination Assay), una modificación de la IgM-ELISA, en la que se elimina el conjugado con enzima y se sustituye por una reacción de aglutinación. Los pocillos de las placas están sensibilizados con anticuerpos anti-IgM específicos y, después de lavarlos, se adiciona el suero problema. Si este suero contiene IgM específicas, se fijarán a los anticuerpos anti-IgM. A continuación se lavan las placas y se añade una solución de taquizoitos enteros, que serán aglutinados por las IgM específicas fijadas en los pocillos. Es el número de taquizoitos aglutinados, y no la dilución sérica, lo que indica el valor cuantitativo de la prueba. Esta técnica es rápida y simple, pero requiere gran número de taquizoitos. Remington y col. (1983) modificaron la IgM-ISAGA, con el propósito de no tener que utilizar taquizoitos. Para ello, sustituyeron los taquizoitos completos por partículas de látex sensibilizadas con antígeno toxoplásmico soluble. El ELISA doble sándwich y el ELISA inverso son dos modificaciones de la IgM- ISAGA con su mismo fundamento, la fijación de anticuerpos anti-IgM sobre un soporte sólido, que permite la captación de las posibles IgM presentes en el suero (Euzeby, 1987). En el ELISA doble sándwich, después de fijar las IgM del suero problema sobre los anticuerpos anti-IgM del pocillo y lavar, se añade un antígeno toxoplásmico soluble que se unirá a las IgM. Después de lavar, se añade un conjugado antitoxoplásmico marcado por una enzima. El ELISA inverso es similar al anterior, pero más simple. Después de la fijación de las IgM del suero sobre los anticuerpos anti-IgM del pocillo y del lavado, se añade antígeno toxoplásmico marcado por una enzima. Este antígeno se fija sobre las IgM específicas, se lava y después se adiciona el sustrato de la enzima. El ELIFA (Enzyme Linked ImmunoFiltration Assay) es una prueba basada en la coelectro-sinéresis, que permite distinguir en un recién nacido, sospechoso de padecer Revisión bibliográfica 67 toxoplasmosis congénita, los anticuerpos de origen materno de los anticuerpos recién formados por el niño. 2.6.3.7. Otras técnicas diagnósticas 2.6.3.7.1.Test intradérmico o prueba de la toxoplasmina Esta prueba fue desarrollada por Frenkel (1948) para poner en evidencia la hipersensiblidad frente a Toxoplasma. En un principio, la “toxoplasmina” se obtenía a partir de toxoplasmas aislados del líquido ascítico de un ratón infectado. Pero este antígeno, bastante impuro, daba reacciones poco específicas y fieles. Hoy día la “toxoplasmina” es un antígeno muy purificado, un exoantígeno, esencialmente de naturaleza proteica, obtenido mediante cultivo de toxoplasmas sobre células humanas por Rougier y Ambroise-Thomas en 1985. La positividad de la prueba se caracteriza por la aparición de una pápula eritematosa e indurada de 3–4 mm de diámetro. El resultado de la prueba no es positivo hasta un mes después de producirse la infección, pero se mantiene positivo durante toda la vida del animal. Es una técnica fácil de realizar y no da falsos positivos. Ha sido muy utilizada en encuestas epidemiológicas, con unos resultados similares a los obtenidos mediante IFI (Dubey y Beattie, 1988). 2.6.3.7.2. Test carbon immuno assay (CIA) Este test fue aplicado por vez primera por Waller (1977) para el diagnóstico de Encephalitozoon, posteriormente Pakes y Lai (1985) lo usaron para el diagnóstico de toxoplasmosis en animales. El fundamento de esta técnica es el mismo que el de la prueba de inmunofluorescencia, poniendo de manifiesto los anticuerpos IgG, a los que se adhieren las moléculas de tinta. Los anticuerpos, así coloreados, se fijan a la pared de los taquizoitos que se tiñen de negro. La reacción se lleva a cabo sobre una lámina, que después se observa al Revisión bibliográfica 68 microscopio. Esta prueba revela los anticuerpos correspondientes a los antígenos de membrana. Aunque es menos sensible que la prueba de inmunofluorescencia, tiene la ventaja de no necesitar ningún material costoso y ser fácil de realizar (Pakes y Lay, 1985). 2.6.3.7.3. Técnicas de amplificación de genes Las técnicas de amplificación de genes son cada día más utilizadas para detectar la presencia de toxoplasmas en muestras de tejidos o de fluidos corporales como líquido cefalorraquídeo o líquido amniótico, tanto en animales como en seres humanos (Lebech y col., 1992; Wastling y col., 1993). La más utilizada es la denominada PCR, Reacción de la cadena de polimerasa, que se basa en el reconocimiento de fragmentos específicos del ADN de T. gondii. Esta técnica se ha demostrado más específica y sensible que el diagnóstico histológico para la detección de toxoplasmas en grandes animales (Esteban-Redondo y col., 1999). Revisión bibliográfica 69 2.7. PREVENCIÓN Y CONTROL La manera más eficaz de luchar contra la toxoplasmosis es tomar medidas que eviten la transmisión y el contagio de la enfermedad (Dubey, 1993). En el caso del ser humano, se deberían tomar algunas sencillas medidas como, por ejemplo, lavar todos los utensilios de cocina que han estado en contacto con la carne cruda, así como nuestras manos, con abundante agua y jabón, ya que éstos destruyen los quistes tisulares que pudieran existir en la carne. No consumir carne cruda o poco cocinada, especialmente si es de cordero, cabra o cerdo. Para evitar el contagio mediante ooquistes, es aconsejable lavarse las manos antes de comer, lavar si es posible con unas gotas de lejía las verduras y hortalizas, ponerse guantes para realizar las tareas de jardinería, especialmente si se tienen gatos en casa, limpiar a diario la caja de arena donde defeca el gato utilizando guantes desechables, etc. Para prevenir la infección en los gatos, hay que evitar que cacen roedores o pájaros, que estén en contacto con otros gatos, así como que consuman carne o huesos crudos. Estas medidas deben extremarse en el caso de la mujer embarazada que es seronegativa a la toxoplasmosis, ya que corre el riesgo de infectarse en el transcurso del embarazo, con las graves consecuencias para el feto que esto conlleva y, también en el caso de las personas inmunodeprimidas. Ambas poblaciones son las más susceptibles a la infección y donde sus consecuencias pueden ser más graves. En las granjas, las medidas que se deben tomar para evitar el contagio de los animales domésticos son entre otras, controlar la población de gatos de la granja, evitando la llegada de gatos extraños y castrando a las hembras o machos para mantener así sólo una población de adultos, ya que son los gatos jóvenes los que eliminan ooquistes, al contagiarse por depredación de roedores o pájaros. Eliminar mediante incineración los restos de placentas o los fetos abortados, para evitar que sean consumidos por los perros, gatos o cerdos de la granja o bien por animales carroñeros. Los cadáveres de animales adultos deben también ser eliminados con rapidez por los mismos motivos. Se debe evitar que los gatos entren en las zonas donde se almacena el pienso o forraje y también en los Revisión bibliográfica 70 establos para que no defequen sobre los alimentos, ni en las camas de los animales de la explotación. Si esto no es posible, es conveniente cubrir adecuadamente los contenedores donde se almacena el alimento. En las explotaciones extensivas es aún más difícil controlar el contagio de la enfermedad, debido a la existencia de gatos silvestres o asilvestrados que viven en las zonas de pastos y los contaminan con los ooquistes eliminados con sus heces. Una de las formas de prevenir la toxoplasmosis sería el uso de vacunas. Los objetivos de estas vacunas serían reducir el daño fetal y el número de quistes tisulares presentes en los tejidos de los animales consumidos por el hombre y evitar la eliminación de ooquistes por los gatos (Araujo, 1994). Sin embargo, alcanzar estos objetivos con una sola vacuna es imposible actualmente (Dubey, 1994). En Europa y Nueva Zelanda está comercializada una vacuna que contiene taquizoitos de la cepa (S48) para usarla en ovejas y disminuir así las perdidas ocasionadas por abortos debidos a toxoplasmosis (Wilkins y col., 1988; Buxton, 1993). La cepa (S48) no forma quistes tisulares, por lo que no es detectable en los tejidos de las ovejas cuatro semanas después de la vacunación y la inmunidad alcanzada se mantiene al menos durante 18 meses. Se experimenta también con una mutante (ts-4) de la cepa RH, para su uso como vacuna en hospedadores intermediarios, ya que crece mejor a 33ºC, que a 37ºC (Dubey, 1994). Otra forma de controlar la enfermedad es mediante el uso de fármacos. Para que sea rentable su utilización, estos fármacos han de ser efectivos a bajas concentraciones y deben administrarse como aditivos en los piensos o agua. Ciertos medicamentos como la espiramicina, piretrexina, roxitromicina, lasalocid, monensin, etc. son efectivos en el tratamiento de la infección de animales experimentalmente infectados o en cultivos celulares. La monensina se puede utilizar en la prevención y tratamiento de la toxoplasmosis en ovinos (Buxton y col., 1988). También se ha utilizado la sulfadiazina (Escajadillo y Frenkel, 1991), pero con resultados escasos. Buxton (1996, 1998) indica que el uso de decoquinate en la comida de las ovejas y cabras puede ser eficaz en algunas ocasiones. Revisión bibliográfica 71 Las vacunas para gatos tienen como objetivo evitar la eliminación de ooquistes con las heces. Frenkel y col. (1991) han informado del desarrollo de una vacuna para estos animales que contiene bradizoitos vivos de la cepa mutante (T-263). Tras la inoculación oral de la vacuna, no se produce adecuadamente el ciclo sexual del parásito, por lo que no se forman ooquistes. Por el contrario, el ciclo extraintestinal no se altera y el gato queda inmunizado. Algunos medicamentos usados como anticoccidianos (sulfadiacina, clindamicina, etc) pueden prevenir o disminuir la eliminación de ooquistes por los gatos (Dubey y Yeary, 1977). Dando a un gato, 200 mg/Kg de peso de monensina, dos días antes y seis días después de alimentarlo con quistes tisulares, se evita la formación de ooquistes, sin que interfiera en el desarrollo de la inmunidad (Frenkel y Smith, 1982; Rommel y col., 1987). Sin embargo, su uso no es práctico, ya que el animal tendría que ser medicado de manera continua durante toda su vida. Material y métodos 72 3. MATERIAL Y MÉTODOS Material y métodos 74 3. MATERIAL Y MÉTODOS 3.1. SUEROS ANALIZADOS El estudio epidemiológico se ha realizado sobre los rumiantes de abasto de la provincia de Sevilla: bovino (Bos taurus), caprino (Capra hircus) y ovino (Ovis aries). En total se han recogido 1505 muestras de suero pertenecientes a las tres especies citadas, y hemos considerado oportuno recogerlas de acuerdo a la división por comarcas ganaderas de la provincia y a las que hemos aplicado como método diagnóstico la técnica inmunoenzimática ELISA.. 3.1.1. Procedencia de las muestras 3.1.1.1. Descripción geográfica Andalucía se encuentra situada al sur de la península Ibérica. En ella se pueden distinguir varias unidades morfoestructurales (Solé Sabarís, 1952): Sierra Morena, Depresión del Guadalquivir, Cordillera Subbética, Depresión Penibética y Cordillera Penibética. En la provincia de Sevilla aparecen representadas tres de estas unidades: Sierra Morena al norte, forma la comarca denominada Sierra Norte; la Depresión del Guadalquivir en el centro y suroeste que comprende las comarcas de La Vega, Aljarafe, La Campiña y Las Marismas y la Cordillera Subbética en el sur y sureste que forma la comarca Sierra Sur (Mapa I). Estas comarcas naturales presentan unas características geomorfológicas, climáticas y culturales propias de cada una. 1. Sierra Norte. Es una región de topografía elevada, comprendida entre los 900 y 250 metros sobre el nivel del mar, de relieves aplanados, constituida por materiales fundamentalmente paleozoicos de tipo granítico. La vegetación predominante está formada por encinas (Quercus ilex), alcornoques (Quercus suber) y quejigos (Quercus faginea) como especies arbóreas; jaras (Cistus sp), brezos (Erica sp), madroños (Arbutus unedo) y aulagas (Genista sp) Material y métodos 75 como especies arbustivas y distintas especies de tréboles y gramíneas que forman los pastizales. En muchas zonas la acción del hombre ha transformado el paisaje, formando las dehesas, en las que las especies arbustivas han desaparecido en beneficio de los pastizales. Mapa I. Comarcas geográficas y ganaderas de la provincia de Sevilla. La riqueza faunística de la comarca de Sierra Norte es, junto con la de Las Marismas, la más importante de la provincia donde, entre los mamíferos, además de ciervos (Cervus elaphus), jabalíes (Sus scrofa) y zorros (Vulpes vulpes) podemos encontrar gatos monteses (Felix sylvestris) e incluso linces (Lynx pardinus) La presencia de gatos domésticos asilvestrados es muy común. La mayor parte de los terrenos de esta comarca, especialmente las zonas de dehesa, se dedican a la ganadería extensiva o semiextensiva, siendo su cabaña ganadera la más numerosa de la provincia. El censo de rumiantes es de 188.000 cabezas de ovino, 78.000 de caprino y 45.000 de bovino. Material y métodos 76 2. La Vega. Es una llanura aluvial de unos cinco Km de anchura media, que se extiende desde Peñaflor a Sevilla. En ella el Guadalquivir forma grandes meandros divagantes y terrazas fluviales escalonadas en la margen izquierda, más o menos alteradas por la acción agrícola del hombre. Los materiales de aluvión que forman La Vega se depositaron durante el Cuaternario y son de tamaño medio y fino, formando suelos de color rojizo o pardo, óptimos para la agricultura. La vegetación natural en esta zona ha sufrido una transformación profunda desde tiempos prehistóricos, debido a la acción del hombre. Los fértiles suelos antes cubiertos por acebuches (Olea europea) y algarrobos (Ceratonia siliqua), están hoy ocupados por cultivos intensivos de regadío y sólo en las márgenes del río podemos encontrar una vegetación similar a la natural que formaba los sotos del Guadalquivir: álamos blancos (Populus alba), álamos negros (Populus nigra) y sauces (Salix alba). En las zonas donde estas especies han sido taladas encontramos espesos zarzales (Rubus sp), tarajes (Tamarix sp) y adelfas (Nerium oleander). La fauna original ha desaparecido casi por completo. En esta comarca existen unas 28.000 cabezas de ganado bovino, 34.000 de ganado ovino y 15.000 de ganado caprino. 3. La Campiña. Esta comarca se extiende desde la Vega del Guadalquivir hacia el sur y este, limitando al suroeste con la comarca de Las Marismas y al sureste con la Sierra Sur. El relieve de la zona es llano o casi llano, plagado de suaves colinas, que le dan un aspecto característico al paisaje. Los terrenos que forman la campiña se formaron durante el Terciario (Eoceno) y están formados por margas y arcillas, que confieren a los suelos unas características de plasticidad y retención de agua, que los hace aptos para los cultivos de secano. Los cereales, el girasol y el olivar son los cultivos predominantes de la zona. Los suaves relieves de esta comarca debieron estar cubiertos por bosques de alcornoques (Quercus suber), encinas (Quercus ilex), acebuches (Olea europaea) y algarrobos (Ceratonia siliqua), de los que hoy día no queda sino algún vestigio en las pocas zonas de dehesa de la comarca. En algunas zonas persisten restos del matorral originario formado por lentisco (Pistacia lentiscus) y arrayán (Myrtus communis). Al igual que en La Vega la fauna original, prácticamente ha desaparecido. En esta extensa comarca se ubican tres comarcas ganaderas: Utrera, Carmona y Écija. Material y métodos 77 El censo de rumiantes de la comarca de Carmona lo integran 17.000 bovinos, 26.000 ovinos y 30.000 caprinos. En la comarca de Utrera el censo ganadero es de 20.000 bovinos, 18.000 caprinos y 33.000 ovinos. La comarca de Écija tiene el menor censo ganadero de toda la provincia: 3.000 cabezas de ganado bovino,10.000 de ganado caprino y 8.000 de ganado ovino. 4. Sierra Sur. Esta comarca se extiende sobre los terrenos de las Sierras Subbéticas, allí donde termina la Depresión del Guadalquivir. Los materiales que forman estas sierras son arcillas y masas calcáreas mesozoicas, que se plegaron durante el Terciario originando un relieve abrupto y anárquico. En las zonas más elevadas la explotación agrícola ha sido escasa, respetando en muchos lugares la vegetación original formada por encinas (Quercus ilex), alcornoques (Quercus suber) y quejigos (Quercus faginea). Hay frecuentes zonas de dehesas que se aprovechan para la ganadería ovina y caprina fundamentalmente. En las zonas más bajas la vegetación natural sería similar a la de La Campiña y, al igual que en ella, ha desaparecido casi por completo, siendo sustituida por cultivos de secano como los cereales, el girasol y el olivar. El discreto relieve hace posible la existencia de áreas con una buena cobertura vegetal que permiten el desarrollo de una riqueza faunística aceptable, aunque sin llegar a alcanzar los niveles de la Sierra Norte. El censo ganadero de esta comarca está constituido por 9.000 bovinos, 50.000 ovinos y 45.000 caprinos 5. Aljarafe. Geográficamente es la comarca que se ubica entre el Guadalquivir y el Guadiamar, resaltando en el paisaje por su topografía elevada (su techo es de 180 metros), que se extiende de norte a sur descendiendo suavemente hacia la marisma. Sus limites norte, este y oeste presentan un escarpe o cornisa que los separa claramente de las comarcas limítrofes. El Aljarafe se originó al comienzo del cuaternario, al acumularse materiales detríticos procedentes de la erosión de las cabeceras de los ríos que surcaban Sierra Morena. Material y métodos 78 Esta es una comarca donde existen multitud de pequeños núcleos urbanos. En las últimas décadas y debido a su proximidad a la capital, algunos pueblos se han expandido a expensas de las zonas agrícolas y ganaderas que se han reducido drásticamente. El olivar y los cereales son los cultivos predominantes, quedando muy pocos restos de la vegetación original de la zona. El censo ganadero de esta comarca es de 19.000 bovinos, 25.000 ovinos y 23.000 caprinos. 6. Las Marismas. En su tramo final, el Guadalquivir discurre por una llanura casi horizontal (en los últimos 90 Km existe un desnivel de sólo 2 metros) donde el río divaga y se divide en multitud de brazos que se vuelven a unir para desembocar en el mar. Hace tan sólo 2.000 años esta llanura era una zona de estuario (el lago Ligustino de los romanos) pero se ha ido rellenando con materiales marino-continentales muy finos (limos y arcillas) que forman suelos salinos que se inundan periódicamente. A comienzos de este siglo parte de la Marisma fue desecada y convertida en arrozales. Otras zonas de la marisma permanecen en estado natural e integran el Preparque y Parque Nacional de Doñana. En estas zonas, de incalculable valor ecológico, existe una enorme biodiversidad, y además de las poblaciones de aves también existen poblaciones importantes de mamíferos, que incluyen la mayor población de linces (Lynx pardinus) de la península, jabalíes (Sus scrofa), gamos (Dama dama) y ciervos (Cervus elaphus). Muchas explotaciones ganaderas de esta comarca, están incluidas en los terrenos del Preparque de Doñana, por lo que los gatos monteses (Felix sylvestris) y a veces linces (Lynx pardinus) pueden compartir territorio con el ganado doméstico. El censo ganadero de la comarca está formado por 12.000 cabezas de bovino, 37.000 de ganado ovino y 10.000 de caprino. 3.1.1.2. Descripción climática La provincia de Sevilla posee un clima mediterráneo con influencia atlántica (Capel Molina, 1976, 1981) que, aunque no presenta llamativos contrastes, sí tiene claras diferencias comarcales (debidas a la distinta altitud, orientación y ubicación) dignas de resaltar. Material y métodos 79 El régimen pluviométrico se caracteriza por la presencia de dos estaciones lluviosas, una en otoño y otra en invierno, que tienen sus máximos en enero o diciembre, y una larga estación seca que se extiende de mayo a septiembre y se acentúa en los meses de Julio y Agosto. El número de días de lluvia al año es de 75 como media, pero se han dado años en que sólo ha llovido 55 días, mientras que otros años los días de lluvia han sido casi 100. Los terrenos paleozoicos, que constituyen la comarca Sierra Norte se encuentran dentro de un intervalo pluviométrico de 700 a 800 mm/año, alcanzando los terrenos situados más septentrionalmente unas precipitaciones de 900 mm/año. Podemos considerar que en la Sierra Norte existe un clima mediterráneo continental de matiz húmedo. En el intervalo pluviométrico de 600 a 700 mm/año se encuentran las comarcas del Aljarafe, La Vega y la mayor parte de las comarcas de Utrera y Sierra Sur. El resto del territorio se encuentra por debajo de los 600 mm/año. A efectos del estudio que realizamos podemos considerar que en la provincia de Sevilla existen tres variantes del clima mediterráneo continental, determinadas por la pluviosidad anual (Mapa II): - Clima mediterráneo continental de matiz húmedo, con una pluviosidad superior a 700 mm/año, que comprende la comarca de Sierra Norte. - Clima mediterráneo continental, con pluviosidad comprendida entre los 600 y 700 mm/año, que nosotros denominamos mediterráneo continental tipo I. - Clima mediterráneo continental, con pluviosidad inferior a los 600 mm/año, denominado mediterráneo continental tipo 2. Material y métodos 80 MapaII. Mapa de isoyetas de la provincia de Sevilla Si bien el régimen pluviométrico es muy irregular con años sucesivos de sequía seguidos de otros de abundantes lluvias, el régimen térmico es muy estable. La evolución anual de las temperaturas medias presenta una acusada elevación en los meses de Junio, Julio, Agosto y Septiembre que coincide con la estación seca, con temperaturas máximas que superan los 40 grados y mínimas en torno a los 20 grados. Durante los meses de invierno las mínimas más bajas se localizan en la Sierra Norte y en zonas de la Sierra Sur con valores comprendidos entre los -5ºC y -3ºC. 3.1.1.3. Zona de recogida y número de muestras Los sueros de los animales estudiados proceden de diversos municipios de cada una de las ocho comarcas ganaderas de la provincia y se han recogido en el Laboratorio de Sanidad y Producción Animal de la Diputación de Sevilla. El número de muestras necesarias para realizar la encuesta epidemiológica, de tal modo que sean representativas del número de explotaciones y cabezas de ganado de la provincia, se ha determinado utilizando el programa informático EPI–INFO’90, creado por el Centre for Control Diseases, Atlanta, (Georgia, EEUU) y Gloval Programme on AIDS, W.L.D. Hlth. Org. (Geneve, Switzerland), estimándose el límite de confianza en un 95% con un “Worst acceptable” del 5% para las distintas zonas estudiadas. De acuerdo con este programa, se han encuestado nueve rebaños de cada una de las ocho comarcas ganaderas (72 explotaciones) y se han recogido siete muestras de Material y métodos 81 cada uno de los rebaños, para las tres especies estudiadas, salvo en algunos rebaños de caprinos. El número total de muestras recogidas fue de 1505, de las cuales 504 pertenecen a la especie ovina, 504, a la especie bovina y 497, a la especie caprina. En las especies bovina y ovina se han recogido 63 sueros de cada una de las comarcas ganaderas. En la especie caprina se han recogido 63 sueros de las comarcas de Carmona, Utrera y Sierra Sur, 62 sueros de las comarcas de Écija, Aljarafe y Las Marismas y 61 de las comarcas de Sierra Norte y La Vega. Por otro lado, con las explotaciones estudiadas en cada una de las especies, se han realizado cuatro grupos atendiendo a su censo: explotaciones con un numero de animales inferior a 100 (grupo I), explotaciones con un censo comprendido entre 100 y 500 animales (grupo II), con un censo entre 500 y 1000 (grupo III) y explotaciones con una número de cabezas de ganado superior a 1000 (grupo IV). Además, en la especie bovina, hemos establecido tres categorías en función de la aptitud de los animales: explotaciones de lidia, de producción cárnica y lecheras. La recogida de las muestras se realizó durante los meses de octubre, noviembre y diciembre de 1997 y de enero a diciembre de 1998. Las muestras de suero obtenidas se dispusieron en alícuotas y se mantuvieron hasta el momento de su utilización a -20ºC. Material y métodos 82 3.2. MATERIAL INMUNOLÓGICO Las muestras de suero de las tres especies mencionadas se han analizado mediante la técnica inmunoenzimática ELISA, empleando una prueba de diagnóstico comercial suministrada por el Laboratoire de Pathologie des Petits Ruminants et des Abeilles, perteneciente a la Agencia Francesa de Seguridad Sanitaria y de los Alimentos (AFSSA), y que se compone de: Placas de ELISA antigenadas con un antígeno 40 o antígeno de membrana (Calamel y Lambert, 1983). Un conjugado, que es una anti-IgG específica para cada una de las especies estudiadas, aislada en conejo, unida a una peroxidasa. Un sustrato, integrado por una disolución en agua destilada de un agente portador de grupos cromogénicos, el dihidroclorato de orto-fenilen diamina (OPD), un tampón ácido y agua oxigenada. Esta disolución debe ser preparada minutos antes de su utilización y no debe estar expuesta a la luz, ya que el OPD es muy fotosensible. Un suero control positivo, con un título de 800 U.I./ml. Esta prueba de diagnóstico no dispone de suero control negativo, ya que con este sistema de análisis, únicamente sería necesario para definir la dosificación de cero unidad, dato que para nosotros es intranscendente, ya que sólo necesitamos saber a partir de qué número de unidades un suero es positivo. Otros reactivos empleados han sido: agua destilada, tampón PBS-tween de pH 7,2 y ácido clorhídrico 1N. Material y métodos 83 3.3. MÉTODOS 3.3.1. Procedimiento de trabajo El análisis de los sueros se ha realizado usando una prueba de diagnóstico comercial, específica para cada especie, siguiendo el protocolo técnico elaborado por Calamel y Lambert. El procedimiento seguido es el mismo para las tres especies, diferenciándose únicamente en la cantidad de PBS Tween en la que se diluyen los sueros de referencia de cada una de las especies. 1. Una vez restaurado el suero de referencia, en tampón PBS-Tween, se obtiene una dilución al 1/25. A partir de esta dilución se realizan ocho diluciones seriadas, por duplicado, hasta la dilución 1/3200. 2. Se transfieren a las placas antigenadas, 100 µ l de cada dilución del suero de referencia, por duplicado y, también por duplicado, 100 µ l de una dilución 1/100, en PBS Tween, de cada uno de los sueros problema . 3. Se cubren las placas con una hoja adhesiva y se incuban a 37ºC durante una hora. 4. Se vacían las placas y se lavan tres veces añadiendo a cada uno de los pocillos 150 ml de tampón PBS Tween, dejando un tiempo de contacto de 5 minutos. 6. Adición del conjugado mediante la distribución de 100 µ l en cada pocillo. Se cubre con la hoja adhesiva, se incuba 30 minutos a 37ºC y se lava como en el paso anterior. 7. Una vez preparada la solución de sustrato, se distribuyen 100 µ l de la misma en cada pocillo, se cubren las placas con papel de aluminio, ya que el OPD es fotosensible y se incuban 15 minutos a 37ºC. 8. Sin vaciar las placas, se añaden 50 µ l de una disolución de HCl, 1N, en cada pocillo, para detener la reacción. 9. La lectura de la reacción se realiza a una longitud de onda de 492 nm. Material y métodos 84 3.3.2. Interpretación de la lectura La lectura se hizo en un fotómetro modelo CERES UV 900C, Bioteck Instruments Inc., donde se miden las densidades ópticas de cada placa y, utilizando el programa matemático informatizado, facilitado por el propio laboratorio, se trasforman estos valores en Unidades Internacionales. 3.3.3. Titulación serológica La titulación de un suero consiste en medir la cantidad de anticuerpos específicos presentes en ese suero por unidad de volumen, expresándolos en Unidades Internacionales. Para la técnica ELISA, Calamel y Lambert (1985) proponen un modelo matemático informatizado, que permite expresar en U.I./ml los valores obtenidos en densidades ópticas, a partir de una dilución única de suero. Este modelo matemático se fundamenta en la construcción de una curva patrón, a partir de los valores de densidades ópticas obtenidos al medir 8 diluciones de un suero de referencia de título conocido, en nuestro caso de 800 U.I. Esta curva patrón es siempre sigmoidal y se construye en relación a un sistema de coordenadas, en cuyo eje de abcisas se colocan las densidades ópticas obtenidas y en el eje de ordenadas, los valores de diluciones a una escala logarítmica. El título del suero problema se puede efectuar gráficamente sobre papel semilogarítmico proyectando los valores de densidades ópticas obtenidos sobre la curva patrón, resultando en ordenadas el valor correspondiente en U.I./ml. La titulación mediante este método gráfico es perfecta, pero su ejecución es larga y tediosa. Para simplificar el proceso de titulación se han propuesto varios métodos que establecen una relación matemática entre las densidades ópticas y los títulos. Esta relación consiste en un modelo matemático simple basado en la ecuación de una recta, ya que todas las curvas patrón que se obtienen son sigmoidales y tienen una sección recta comprendida entre dos curvilíneas. Material y métodos 85 El modelo matemático informatizado, ideado por Calamel y Lambert (1985), toma los cuatro puntos de la curva patrón que mejor definen una recta, con ellos se construye una gráfica, a partir de la cual, y de manera automática, se traducen en U.I./ml los valores de densidades ópticas obtenidos al medir los sueros problema. Una de las características de la técnica ELISA es su alta sensibilidad. Esto provoca que, incluso llevándola a cabo en condiciones bien definidas, con todos los factores que pueden influir en la reacción (diferencias en las temperaturas de incubación, alteraciones en los volúmenes de dilución, etc.) controlados, se obtengan fluctuaciones en los valores de densidades ópticas de un ensayo a otro. Estos factores aleatorios y no controlables se eliminan al incluir en cada placa de microtitulación ocho diluciones (por duplicado) del suero de referencia con las que se construirá la curva patrón. Esta curva patrón estará influenciada por los mismos factores aleatorios que los sueros problema, por lo que al expresar éstos en U.I./ml, desaparecerá la variabilidad que existe cuando se expresan en densidades ópticas. Esto implica que en cada placa de microtitulación, como ya se indica en el método de trabajo, se incluyan ocho diluciones del suero de referencia, a partir de las cuales se construirá la curva patrón, que se utilizará para expresar en U.I./ml las densidades ópticas obtenidas al analizar los sueros problema de esa placa. 3.3.4. Análisis estadístico El estudio estadístico se ha sido realizado con el programa SPSS. Para establecer las relaciones entre la seroprevalencia y las distintas variables hemos utilizado el test de independencia de K. Pearson para tablas de contingencia. En este test se compara la realidad, es decir la frecuencia de seropositivos y seronegativos observada en nuestra muestra, con las frecuencias que deberían haberse dado (frecuencias teóricas o esperadas) bajo el supuesto de independencia de las variables en estudio, que constituye la “hipótesis nula” de dicho test. Las frecuencias esperadas o teóricas obtenidas en base a esa independencia, son el resultado del producto entre el número de casos y la probabilidad de que ocurran. En nuestro caso, las probabilidades poblacionales son desconocidas, por lo que es necesario estimarlas a partir de la muestra. Material y métodos 86 Para una tabla de dos variables, de “r” y “c” modalidades respectivamente, la medida de la discrepancia entre las frecuencias observadas y teóricas responde a esta fórmula: ji jiij c j r i pnp pnpn )( 11 2 − = ∑∑ == χ n ij = frecuencias observadas np i p j =frecuencias teóricas o esperadas, calculadas bajo el supuesto de independencia de caracteres. El χ 2 se obtiene sumando los cocientes resultantes de elevar al cuadrado las diferencias entre las frecuencias observadas y esperadas y dividiendo cada una de ellas por la frecuencia esperada correspondiente, para (rc–1) grados de libertad. Fijado un nivel de significación α , rechazaremos la hipótesis nula de independencia si el valor de χ 2 , obtenido con nuestra muestra, es mayor que el valor crítico (percentil de orden 1-α en la distribución χ 2 , que se obtiene mediante una tablas estadísticas). Científicamente se acepta como válido un nivel de significación del 5%, es decir, un valor α = 0,05. De tal manera que, valores del nivel de significación mayores de 0,05 indican que no existe relación de dependencia estadística entre las dos variables que se relacionan, y valores inferiores a 0,05 muestran que sí existe relación de dependencia estadística entre las dos variables. Resultados 88 4. RESULTADOS Resultados 89 4. RESULTADOS 4.1. DIAGNÓSTICO SEROLÓGICO La encuesta seroepidemiológica se ha realizado mediante la técnica inmunoenzimática ELISA, empleando para ello una prueba de diagnóstico comercial previamente descrita en el apartado correspondiente al material y métodos. Para establecer los diferentes niveles de seropositividad hemos seguido las indicaciones de Calamel y Lambert, quienes establecen cuatro categorías o rangos dependiendo del título de los sueros expresados en U.I./ml: - < 50 U.I./ml se considera negativo. - 50 a 200 U.I./ml se considera positivo con una patología latente. - 200 a 1000 U.I./ml positivo propiamente dicho - más de 1000 U.I./ml se considera que existe una patología clínica aguda. 4.2. ESPECIE OVINA Hemos analizado 504 sueros de ovejas, pertenecientes a 72 explotaciones ganaderas de la provincia de Sevilla. Los resultados obtenidos en U.I./ml, así como la procedencia de las muestras (localidad y comarca), el censo de las explotaciones y la variante climática a la que pertenecen cada una de las ganaderías se reflejan en la Tabla I . En la Figura I, se muestra mediante un cartograma la localización de cada uno de los rebaños en la provincia. Así mismo, los datos obtenidos de una encuesta realizada a algunos de los dueños de las explotaciones examinadas, se recogen en la Tabla II. De acuerdo con los criterios de Calamel y Lambert, se han obtenido 249 muestras seropositivas, por lo que la seroprevalencia global es del 49,4% (Tabla III). En cuanto a las explotaciones, se han obtenido 61 (84,8%) rebaños seropositivos, considerando como positivos aquellos rebaños con al menos una muestra positiva y, 11 (15,2%) seronegativos. Resultados 90 De las 249 muestras positivas, 102, un 20,2%, presentan unos niveles de anticuerpos que nos indican la existencia en los animales de una patología latente, 133, (26,4%) son positivas propiamente dichas y 14, un 2,8%, presentan unos niveles de anticuerpos que muestran el curso de una patología clínica aguda (Tabla IV, Figura II). Figura I. Localización de los rebaños de ovinos null Alanís Guadalcanal Constantina El Pedroso Castillo G. Peñaflor Puebla Infantes Alcolea Alcalá G. Las Cabezas Los Palacios Morón Utrera Montellano null Gerena Santiponce Puebla Cazalla null Algámitas Vva S. Juan Marinaleda Cañada Rosal Mairena Alcor Carmona La Campana Lora del Río Estepa Los Corrales null Écija Osuna Aguadulce Aznalcázar Villafranco Salteras Huévar Pajanosas Cantillana Fuentes A. El Rubio Herrera La Lantejuela Vva Río Minas null null null null null null null null null null null null null null null null null null null null null null null null null null null null null null null null null null null null null null null El Cuervo null null null null Pruna null null null El Madroño El Ronquillo San Nicolás del P. Viso Alcor Sevilla Dos Hermanas Villamanrrique null Sanlucar M. Las Navas C. null Resultados 91 Figura II. Rango de seropositividad en ovinos 4.2.1. Seroprevalencia según comarcas ganaderas Figura III(a). Seroprevalencia en ovinos según comarcas ganaderas Como queda reflejado en el material y métodos, la provincia de Sevilla está dividida en ocho comarcas ganaderas de las que hemos recogido el mismo número de muestras. 50,6% 20,2% 26,4% 2,8% 0 10 20 30 40 50 60 70 80 Porcentaje Seronegativos Serop. pat. latente Seropositivos Serop. pat. clínica Rango 33,3% 46% 82,5% 46% 55,6% 31,7% 27% 73% 0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 Porcentaje Sierra Norte La Vega Carmona Utrera Écija Sierra Sur Aljarafe Las Marismas Comarcas Resultados 92 Los resultados obtenidos muestran una mayor seroprevalencia en las comarcas de Carmona (82,5%) y Las Marismas (73%). En el resto de las comarcas la seroprevalencia es bastante más baja, siendo el Aljarafe la comarca con la menor seroprevalencia (27%) (Tabla V(a), Figura III(a)). Esto nos induce a pensar que existe alguna relación entre la seroprevalencia y las comarcas ganaderas. El análisis estadístico de los resultados así nos lo confirma, ya que el valor de “p” obtenido es de 0,0001. 4.2.2. Seroprevalencia según comarcas geográficas Como indicamos en material y métodos, la provincia de Sevilla está dividida en seis comarcas geográficas, de las cuales, cinco se corresponden con la comarca ganadera que en ellas se ubica y, una, La Campiña, comprende tres comarcas ganaderas, Carmona, Utrera y Écija. Figura III(b). Seroprevalencia en ovinos según comarcas geográficas Al analizar los resultados, incluyendo en La Campiña los sueros recogidos en las tres comarcas ganaderas que la integran, obtenemos una seroprevalencia en La Campiña del 61,4% e iguales valores de seroprevalencia para el resto de las comarcas (Tabla V(b), 33,3% 46% 61,4% 31,7% 27% 73% 0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 Porcentaje Sierra Norte La Vega La Campiña Sierra Sur Aljarafe Las Marismas Comarcas Resultados 93 Figura III(b)). Cuando aplicamos el test de Pearson, obtenemos un valor de p=0,0001, lo que nos indica que existe una dependencia estadísticamente significativa entre la seroprevalencia y la comarca geográfica donde se localizan las explotaciones. Como ya hemos indicado, la comarca de la Campiña engloba tres comarcas ganaderas, Carmona, Utrera y Écija. Hemos querido comprobar si las poblaciones de estas comarcas presentan diferencias significativas en su prevalencia o estadísticamente constituyen una misma población, ya que observamos oscilaciones en la seroprevalencia que van desde un 82% en la comarca de Carmona a un 46% en la de Utrera (Tabla V(b)). Del tratamiento estadístico de los datos resulta un valor de p=0,0001, lo que nos indica que estas tres comarcas no pueden considerarse como una sola población, sino como tres poblaciones independientes. 4.2.2. Seroprevalencia según el clima Como ya vimos anteriormente, la provincia de Sevilla presenta tres variantes del clima mediterráneo: Clima mediterráneo continental de matiz húmedo, mediterráneo continental tipo I y mediterráneo continental tipo II. Las zonas pertenecientes al clima mediterráneo continental tipo II, con una pluviosidad menor de 600 mm al año tienen una mayor incidencia de la enfermedad, con una seroprevalencia del 66,5%, las zonas con un clima mediterráneo continental. tipo I, ligeramente más húmedo, tienen una seroprevalencia más baja (36,4%) y, por último, las zonas de clima mediterráneo continental tipo húmedo, con la pluviosidad más alta de toda la provincia presentan una seroprevalencia del 33,3%, la menor de las tres zonas climáticas (Tabla VI, Figura IV). Por tanto, podemos pensar que existe una relación de dependencia entre el clima de la zona donde se encuentre la explotación y la seroprevalencia. Si aplicamos la prueba de chi–cuadrado encontramos que la seroprevalencia de la toxoplasmosis en la provincia de Sevilla está influida por la climatología, con un valor de p=0,0001. Resultados 94 Figura IV. Seroprevalencia en ovinos según el clima. 4.2.3. Seroprevalencia según el tamaño de la explotación. Figura V. Seroprevalencia en ovinos según el tamaño de la explotación 33,3% 36,4% 66,5% 0 10 20 30 40 50 60 70 80 Porcentaje Med. Cont. Húmedo Med. Cont. Tipo I Med. Cont. Tipo II Climas 42,9% 53% 46,4% 45,7% 0 10 20 30 40 50 60 70 80 Por centaje <100 100 - 500 500 - 1000 >1000 Tamaño de la explotación Resultados 95 Con objeto de determinar si el tamaño de la explotación influye en la seroprevalencia encontrada, como ya indicamos en material y métodos, hemos dividido las explotaciones ovinas en cuatro grupos, según su censo: explotaciones con un número de cabezas inferior a 100 (grupo I), con un censo entre 100 y 500 (grupo II), con un censo entre 500 y 1000 (grupo III) y, por último, explotaciones con más de 1000 cabezas de ganado (grupo IV). A la vista de los resultados obtenidos, podemos afirmar que no existen diferencias significativamente importantes (p=0,305), entre los distintos tipos de explotaciones según su censo, ya que la seroprevalencia obtenida es prácticamente idéntica en los grupos I (42,9%), III (46,4%) y IV (45,7%) y ligeramente superior en el grupo II (53%) (Tabla VII, Figura V). 4.2.4. Seroprevalencia según el tipo de explotación. En la provincia de Sevilla las explotaciones ovinas son mayoritariamente extensivas o semiextensivas, aunque también existen ganaderías intensivas. Figura VI. Seroprevalencia en ovinos según el tipo de explotación La menor seroprevalencia aparece en explotaciones extensivas, un 30%, mientras 42,9% 30% 64,3% 0 10 20 30 40 50 60 70 80 Porcentaje Intensiva Extensiva Semiextensiva Tipo de explotación Resultados 96 que en las explotaciones intensivas es del 42,9%. La mayor seroprevalecia se da en las explotaciones semiextensivas con un 64,3% de seropositivos (Tabla VIII, Figura VI). Al aplicar el test de Pearson el valor de “p” obtenido es de 0,002, lo que nos indica que la seroprevalencia de la toxoplasmosis ovina en la provincia de Sevilla depende del tipo de explotación. 4.2.5. Seroprevalencia según la presencia de gatos Relacionando los datos obtenidos de la encuesta realizada a los ganaderos de algunas de las explotaciones analizadas y la seroprevalencia encontrada en ellas, observamos que el porcentaje de seropositivos en las explotaciones en las que no hay gatos es del 34,8%, inferior al porcentaje de seropositividad, 39%, de aquellas en las que sí los hay (Tabla IX y la Figura VII). La mayor seroprevalencia de la enfermedad en las explotaciones con gatos no es significativa, ya que al aplicar el test de chi-cuadrado hallamos un nivel de significación de 0,561. Figura VII. Seroprevalencia en ovinos según la presencia de gatos 34,8% 39% 0 10 20 30 40 50 Porcentaje Sin gatos Con gatos Presencia de gatos Resultados 97 4.2.6. Seroprevalencia en relación con la existencia de abortos Para analizar los datos de la encuesta realizada a los ganaderos sobre la existencia de abortos o celos de repetición en sus explotaciones, hemos tenido en cuenta solamente aquellas explotaciones libres de brucelosis, ya que esta infección también provoca abortos y puede alterar los resultados. Los resultados obtenidos nos muestran que la seroprevalencia encontrada en los animales pertenecientes a explotaciones con abortos o celos de repetición (33,3%) es igual a la encontrada en las ovejas de explotaciones que carecen de ellos (33,8%) (Tabla X, Figura VIII). Cuando aplicamos el test de Pearson, obtenemos un nivel de significación de 0,952. Por lo que no podemos relacionar estadísticamente la existencia de animales positivos a la toxoplasmosis en la explotación y la presencia de abortos o celos de repetición en la misma. Figura VIII. Seroprevalencia en relación con la existencia de abortos 33,8% 33,3% 0 10 20 30 40 50 Porcentaje Con abortos Sin abortos Existencia de abortos Resultados 98 4.3. ESPECIE BOVINA Tras el análisis de 504 sueros de la especie bovina, pertenecientes a 72 ganaderías, se han obtenido unos resultados expresados en U.I./ml, que se encuentran reflejados en la Tabla XI. En esta tabla se especifica también la localidad y comarca de donde proceden las muestras, el censo de las explotaciones, la aptitud de los animales y la variante climática a la que pertenecen cada una de las ganaderías. En la Figura IX se muestra, mediante un cartograma, la localización de cada rebaño en la provincia Figura IX. Localización de los rebaños de bovinos null Alanís Constantina El Garrobo Castillo G. Peñaflor Puebla Infantes Tocina Paradas Las Cabezas Los Palacios Morón Utrera Montellano null Gerena Bollullos Badalatosa null Lebrija Pedrera Marinaleda La Roda A. Marchena Carmona Los Molares Lora del Río Estepa Los Corrales null Écija Osuna Aguadulce Aznalcázar Villafranco Castilleja Coria del Río Espartinas Cantillana Fuentes A. Guillena La Algaba Umbrete Vva Río Minas null null null null null null null null null null null null null null null null null null null null null null null null null null null null null null null null null null null null null null null null Coripe null null null Castilblanco A. Cazalla Sierra Alcalá G. Sevilla Dos Hermanas Puebla del Río null Sanlucar M. Las Navas C. null Brenes null Resultados 99 Hemos realizado una encuesta a los propietarios de algunas explotaciones de bovino sobre las características de su explotación y su estado sanitario, datos que aparecen recogidos en la Tabla XII. De los 504 sueros examinados, 420 muestras fueron seropositivas, por lo que la seroprevalencia de la toxoplasmosis en bovinos, en la provincia de Sevilla, es del 83.3% (Tabla XIII). Figura X. Rango de positividad en bovinos Con respecto a los rebaños, la seroprevalencia es del 100%, ya que todos tienen al menos una muestra seropositiva. Como vimos en los resultados de ovinos, y según Calamel y Lambert, los sueros positivos se pueden dividir en tres categorías o rangos de positividad, dependiendo de su título en U.I./ml. En nuestro caso, de las 420 muestras seropositivas, 336, un 66,7% presentan unos niveles de anticuerpos que nos indican la existencia en los animales de una patología latente, 83 muestras, un 16,5%, son positivas propiamente dichas y solamente una, un 0,2%, presenta unos niveles de anticuerpos que indican el curso de una patología clínica aguda (Tabla XIV, Figura X). 16,7% 66,7% 16,5% 0,2% 0 10 20 30 40 50 60 70 80 Porcentaje Seronegativos Serop. pat. latente Seropositivos Serop. pat. clínica Rango Resultados 100 4.3.1. Seroprevalencia según comarcas ganaderas Al igual que en la especie ovina, hemos recogido el mismo número de muestras (63) de cada una de las ocho comarcas ganaderas en las que se divide la provincia. Figura XI(a). Seroprevalencia según comarcas ganaderas Los resultados nos muestran una seroprevalencia muy elevada en todas las comarcas ganaderas, destacando Las Marismas (95,2%) y la Sierra Norte (90,5%). La menor seroprevalencia se ha obtenido en la comarca de Sierra Sur (65,1%) (Figura XI(a), Tabla XV(a)). Para establecer si existe dependencia entre la comarca ganadera y la seroprevalencia aplicamos el test de Pearson, obteniendo un valor de p= 0,0001, lo que nos indica que existe una relación de dependencia estadísticamente significativa entre la seroprevalencia de la enfermedad y la comarca ganadera donde se localicen las explotaciones. 90,5% 87,3% 88,9% 79,4% 77,8% 65,1% 82,5% 95,2% 0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 Porcentaje Sierra Norte La Vega Carmona Utrera Écija Sierra Sur Aljarafe Marismas Comarcas Resultados 101 4.3.2. Seroprevalencia según comarcas geográficas Como ya indicamos en material y métodos, la provincia de Sevilla está dividida en seis comarcas geográficas, de las cuales, cinco coinciden con la comarca ganadera que en ellas se ubica y, una, La Campiña, abarca tres comarcas ganaderas, Carmona, Utrera y Écija. Figura XI(b). Seroprevalencia en bovinos según comarcas geográficas Cuando analizamos los resultados, incluyendo en La Campiña los sueros recogidos en estas tres comarcas ganaderas, encontramos una seroprevalencia para La Campiña del 82% e iguales valores de seroprevalencia para el resto de las comarcas (Tabla XV(b), Figura XI(b)). Al aplicar el test de Pearson, obtenemos un valor de p=0,0001, que nos indica que existe una dependencia estadísticamente significativa entre la seroprevalencia de la enfermedad y la comarca geográfica donde se localice la explotación. Para comprobar si las poblaciones de las comarcas ganaderas de Carmona, Utrera y 90,5% 87,3% 82% 65,1% 82,5% 95,2% 0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 Porcentaje Sierra Norte La Vega La Campiña Sierra Sur Aljarafe Las Marismas Comarcas Resultados 102 Écija, que se integran en La Campiña, presentan diferencias significativas en su seroprevalencia o son estadísticamente la misma población, aplicamos el test de Pearson a las muestras recogidas en ellas y obtenemos un valor de p=0,214, por lo que podemos considerar estadísticamente estas tres comarcas como una sola población. 4.3.3. Seroprevalencia según el clima Con respecto al clima, la mayor seroprevalencia, un 90,5% se ha obtenido en el clima mediterráneo continental húmedo, con la pluviosidad más alta de la provincia. Figura XII. Seroprevalencia en bovinos según el clima En las zonas con menor pluviosidad se han obtenido unos valores de seroprevalencia muy similares: un 81,1% para la zona de clima mediterráneo continental tipo I y un 83,1% para las zonas con un clima mediterráneo continental tipo II (Tabla XVI, Figura XII). Al aplicar el test de Pearson, obtenemos un valor de p = 0,231, mayor que 0,05. Según esto, no existe relación de dependencia entre la seroprevalencia de la enfermedad y la zona climática donde se encuentre la explotación 90,5% 81,1% 83,1% 0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 Porcentaj e Med. Cont. Húmedo Med. Cont. TipoI Med. Cont. Tipo II Climas Resultados 103 4.3.4. Seroprevalencia según la aptitud. Hemos dividido las explotaciones de ganado bovino en tres grupos, según sea la aptitud de los animales: ganaderías para la cría de ganado bravo, que será lidiado en las plazas, rebaños en las que los animales se explotan para la producción de leche y ganaderías en las que se crían las reses para su engorde y posterior sacrificio para carne. Figura XIII. Seroprevalencia en bovinos según la aptitud Los valores de seroprevalencia para los animales de aptitud cárnica y de lidia son prácticamente idénticos, 88,7% y 88,1%, respectivamente. Sin embargo, la seroprevalencia de los animales de producción lechera es más baja, un 79,6% (Tabla XVII, Figura XIII). Al aplicar la Prueba de Pearson, obtenemos un valor de p= 0,028, que nos indica que en la seroprevalencia de la toxoplasmosis en bovinos influye de manera significativa la aptitud de los animales. 6 88,7% 79,6% 88,1% 0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 Porcentaje Carne Leche Lidia Aptitud Resultados 104 4.3.5. Seroprevalencia según el tamaño de la explotación. Para estudiar si existe relación entre el tamaño de las explotaciones y la seroprevalencia de la enfermedad, hemos dividido las explotaciones bovinas en cuatro grupos según su censo, igual que hicimos con los ovinos. En este caso sólo aparecen dos grupos, el grupo I, con un número de cabezas menor de 100 y el grupo II, con un censo entre 100 y 500, ya que en la provincia de Sevilla no hemos tomado muestras de ninguna ganadería bovina que supere las 500 cabezas. Figura XIV. Seroprevalencia en bovinos según el tamaño de la explotación La mayor seroprevalencia la hemos encontrado en las ganaderías con un censo entre 100 y 500 cabezas (91,4%), siendo del 80,2% la obtenida en las ganaderías con un censo menor de 100 cabezas (Tabla XVIII y Figura XIV). El tratamiento estadístico nos muestra que, en el caso de los bovinos, el tamaño de la explotación influye en la seroprevalencia de la enfermedad (p= 0,02). 80,2% 91,4% 0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 Porcentaje <100 100 - 500 Tamaño de la explotación Resultados 105 4.3.6. Seroprevalencia según el tipo de explotación Los resultados obtenidos nos muestran que son las explotaciones intensivas las que presentan una menor seroprevalencia (74%). Sin embargo, la seroprevalencia en las explotaciones extensivas y semiextensivas es más elevada con unos valores del 91,4% y del 100%, respectivamente (Tabla XIX, Figura XV). Figura XV. Seroprevalencia en bovinos según el tipo de explotación La aplicación del tratamiento estadístico a los resultados obtenidos, nos indica que la seroprevalencia de la enfermedad depende del tipo de explotación, es decir, depende de que los animales estén estabulados o libres en el campo, durante todo o parte del día (p= 0,002). 74% 91% 100% 0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 Porcentaje Intensiva Extensiva Semiextensiva Tipo de explotación Resultados 106 4.3.7. Seroprevalencia según la presencia de gatos Al relacionar los datos recogidos de la encuesta a los ganaderos de algunas explotaciones con la seroprevalencia obtenida en las mismas, observamos que los valores de seroprevalencia son muy similares, un 81,8% en las explotaciones con gatos y un 86,8%, en aquellas en las que no los hay (Tabla XX, Figura XVI). Al aplicar el test de Pearson, obtenemos un valor de p= 0,372. Por tanto, la presencia de gatos en las explotaciones no influye en la aparición de la enfermedad. Figura XVI. Seroprevalencia en bovinos según la presencia de gatos 4.3.8. Seroprevalencia en relación con la existencia de abortos Como hemos visto en la revisión bibliográfica, en la especie bovina no existen pruebas que relacionen la existencia de abortos o mortalidad perinatal con la presencia de la enfermedad en hembras gestantes, por lo que este apartado no se tiene en cuenta. 86,8% 81,8% 0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 P o rcentaje Sin gatos Con gatos Presencia de gatos Resultados 107 4.4. ESPECIE CAPRINA Tras el análisis de 497 sueros de la especie caprina, pertenecientes a 72 ganaderías de la provincia de Sevilla, se han obtenido unos resultados expresados en U.I./ml, que se encuentran reflejados en la Tabla XXI. En esta tabla se especifica también la comarca y localidad de donde proceden las muestras, el censo de las explotaciones y la variante climática a la que pertenecen cada una de las ganaderías. Figura XVII. Localización de los rebaños de caprinos En la Tabla XXII aparecen los datos de la encuesta realizada a los dueños de las explotaciones de ganado caprino y sus resultados. null Alanís Guadalcanal Cazalla Sierra ConstantinaEl Pedroso Castillo Guardas Peñaflor Tocina Brenes La Algaba Alcalá G. Las Cabezas Los Palacios Morón Utrera Coripe null Gerena Valencina La Puebla C. null Algámitas El Saucejo Marinaleda La Luisiana Mairena Alcor Carmona La Campana Lora R. El Priorato La Roda A. Los Corrales null El Campillo-Écija Osuna Gilena Aznalcázar Puebla del Río Salteras Tomares Pajanosas La Rinconada Fuentes A. El Rubio Herrera La Lantejuela Vva Río Minas null null null null null null null null null null null null null null null null null null null null null null null null null null null null null null null null null null null null null null null null Alcalá del Río Resultados 108 Mediante un cartograma se muestra la localización de cada rebaño en la provincia. (Figura XVII). Considerando como suero positivo aquel que presenta un título de anticuerpos superior a 50 U.I./ml, se han obtenido 124 muestras seropositivas, por lo que la seroprevalencia es del 24,9% (Tabla XXIII). Con respecto a los rebaños, se han obtenido 52 rebaños seropositivos (72,22%) (considerados como seropositivos aquellos rebaños con al menos una muestra seropositiva) y 20 seronegativos (27,78%). Como vimos anteriormente en los resultados de ovinos y bovinos, según Calamel y Lambert los sueros positivos se pueden dividir en tres categorías o rangos de positividad, dependiendo de su título en U.I./ml. Así, de las 124 muestras seropositivas, 24 (4,8%) presentan unos niveles de anticuerpos que nos indican la existencia en los animales de una patología latente, 39 (7,8%) son positivas propiamente dichas y 61 (12,3%) presentan unos niveles de anticuerpos que muestran el curso de una patología clínica aguda (Tabla XXIV, Figura XVIII). Figura XVIII. Rango de positividad en caprinos 75,1% 4,8% 7,8% 12,3% 0 10 20 30 40 50 60 70 80 Porcentaje Seronegativos Serop. pat. latente Seropositivos Serop. pat. clínica Rango Resultados 109 4.4.1. Seroprevalencia según comarcas ganaderas Como ya indicamos en ovinos y bovinos, hemos dividido la provincia de Sevilla en ocho comarcas ganaderas. En este caso, hemos recogido 63 muestras de las comarcas de Carmona, Utrera y Sierra Sur; 62 muestras de las comarcas de Marismas, Aljarafe y Écija y 61 muestras de las comarcas de La Vega y Sierra Norte. La seroprevalencia encontrada en cabras en las distintas comarcas ganaderas es inferior a la registrada para el resto de los rumiantes estudiados. La mayor seroprevalencia la hemos obtenido en la comarca de Las Marismas (43,5%). En el resto de las comarcas la seroprevalencia es sensiblemente más baja, destacando el Aljarafe como la comarca con menor proporción de seropositivos, 12,9% (Tabla XXV(a) y Figura XIX(a)). Figura XIX(a). Seroprevalencia en caprinos según comarcas ganaderas Cuando aplicamos el test de Pearson, obtenemos un valor de p= 0,011, lo que nos indica que estadísticamente la seroprevalencia de la enfermedad depende de la zona ganadera donde se encuentre la explotación. 24,6% 26,2% 23,8% 25,4% 25,8% 17,5% 12,9% 43,5% 0 10 20 30 40 50 Porc e n ta je Sierra Norte La Vega Carmona Utrera Écija Sierra Sur Aljarafe Las Marismas Comarcas Resultados 110 4.4.2. Seroprevalencia según comarcas geográficas Como ya indicamos anteriormente, de las seis comarcas geográficas en las que se divide la provincia de Sevilla, cinco se corresponden con la comarca ganadera de su mismo nombre y, una, La Campiña, engloba tres comarcas ganaderas, Utrera, Carmona y Écija. Cuando analizamos los resultados incluyendo en La Campiña los sueros recogidos en estas tres comarcas ganaderas, encontramos una seroprevalencia para La Campiña del 25% e iguales valores para el resto de las comarcas (Tabla XXV(b), Figura XIX(b)). Tras aplicar el test de chi-cuadrado obtenemos un valor de p= 0,003, que nos muestra, que existe una relación de dependencia entre la prevalencia y la zona geográfica donde se localicen las explotaciones. Figura XIX(b). Seroprevalencia en caprinos según comarcas geográficas También en esta especie hemos querido comprobar si las poblaciones de las comarcas de Carmona, Utrera y Écija presentan diferencias significativas en su prevalencia o son estadísticamente la misma población. Al aplicar el test de Pearson a las muestras recogidas en estas tres comarcas, obtenemos un valor de p= 0,963, por tanto, 24,6% 26,2% 25% 17,5% 12,9% 43,5% 0 10 20 30 40 50 Porcentaje Sierra Norte La Vega La Campiña Sierra Sur Aljarafe Las Marismas Comarcas Resultados 111 estadísticamente, estas tres comarcas pueden considerarse significativamente como una sola población. 4.4.3. Seroprevalencia según el clima En esta especie, la seroprevalencia encontrada en las tres regiones climáticas es prácticamente la misma, oscilando entre el 24,4% detectado en el clima mediterráneo continental tipo I y el 25,4% del clima mediterráneo continental tipo II.(Tabla XXVI y Figura XX). El tratamiento estadístico (p= 0,973) corrobora nuestras observaciones, poniendo de manifiesto que, al igual que ocurre en bovinos, no existe relación de dependencia entre la seroprevalencia de la enfermedad y la zona climática donde se encuentre la explotación. Figura XX. Seroprevalencia en caprinos según el clima 24,6% 25,4% 24,4% 0 10 20 30 40 50 Porcentaje Med. Cont. Húmedo Med. Cont. Tipo I Med. Cont. Tipo II Climas Resultados 112 4.4.4. Seroprevalencia según el tamaño de la explotación Para estudiar si existe relación entre el tamaño de las explotaciones y la seroprevalencia de la enfermedad, hemos dividido las explotaciones caprinas en cuatro grupos según su censo, igual que hicimos con los ovinos y bovinos. En este caso, la mayoría de las explotaciones pertenecen al grupo I (ganaderías con menos de 100 animales) y al grupo II (ganaderías con un censo comprendido entre 100 y 500). Sólo dos explotaciones superan las 500 cabezas de ganado, una tiene 630 cabezas (grupo III) y la otra 1600 (grupo IV). Figura XXI. Seroprevalencia en caprinos según el tamaño de la explotación La seroprevalencia encontrada en los distintos grupos establecidos es muy similar (Figura XXI y Tabla XXVII) y el tratamiento estadístico nos confirma (p= 0,794) que no hay relación estadísticamente significativa entre el tamaño de la explotación y la seroprevalencia de la enfermedad. 4.4.5. Seroprevalencia según el tipo de explotación Cuando relacionamos el tipo de explotación y la seroprevalencia encontrada, observamos que en las explotaciones intensivas (25%) la seroprevalencia es prácticamente 23% 26,1% 14,3% 28,6% 0 10 20 30 40 50 Porcentaje <100 100 - 500 500 - 1000 >1000 Tamaño de la explotación Resultados 113 igual a la de las extensivas (23,6%), pero superior a la seroprevalencia de las semiextensivas (12,2%) (Tabla XXVIII y Figura XXII). El análisis estadístico de los resultados obtenidos nos revela que no existe relación entre el tipo de explotación y la seroprevalencia de la enfermedad (p=0,27). Figura XXII. Seroprevalencia en caprinos según el tipo de explotación 25% 23,6% 12,2% 0 10 20 30 40 50 Porcentaje Intensiva Extensiva Semiextensiva Tipo de explotación Resultados 114 4.4.6. Seroprevalencia según la presencia de gatos Figura XXIII. Seroprevalencia en caprinos según la presencia de gatos La seroprevalencia observada en las distintas explotaciones cuando consideramos la presencia o ausencia de gatos en las mismas, es muy similar (Figura XXIII, Tabla XXIX). La aplicación del test de Pearson, nos da un valor de p=0,337. Por tanto, nos confirma que la presencia de gatos en las explotaciones no influye en la seroprevalencia de la enfermedad. 19,4% 20% 42,9% 0 10 20 30 40 50 Porcentaje Sin gatos Con gatos No sabe Presencia de gatos Resultados 115 4.4.7. Seroprevalencia en relación con la existencia de abortos Siguiendo el mismo criterio que en la especie ovina, sólo hemos tenido en cuenta aquellas explotaciones libres de brucelosis, ya que esta infección también provoca abortos y puede alterar los resultados. Una vez analizados los datos obtenidos, no hemos encontrado relación estadística entre la seroprevalencia de la toxoplasmosis en la explotación y la existencia de abortos o celos de repetición siendo p=0,104 (Tabla XXX y Figura XXIV). Figura XXIV. Seroprevalencia en relación con la existencia de abortos 11,6% 27,5% 14,3% 0 10 20 30 40 50 Porcentaje Con abortos Sin abortos No sabe Existencia de abortos Resultados 116 4.5. RUMIANTES La seroprevalencia en rumiantes, es decir, en las tres especies tomadas conjuntamente, en la provincia de Sevilla es del 52,7% (Tabla XXXI). 4.5.1. Seroprevalencia según comarcas ganaderas Si la seroprevalencia en cada una de las especies depende de la comarca ganadera donde se encuentren las explotaciones, cuando tomamos los datos de las tres especies conjuntamente, el resultado es el mismo, ya que al aplicar el test de Pearson obtenemos un valor de p=0,0001. Figura XXV. Seroprevalencia según comarcas ganaderas en las tres especies y en rumiantes Las comarcas que destacan por su mayor seropositividad son Las Marismas (70,7%) y Carmona (65,1%), siendo las comarcas de Sierra Sur (38,1%) y Aljarafe (41%) las que presentan una seroprevalencia más baja (Figura XXV y Tabla XXXII). Caprinos 12,9 43,5 33,3 46 82,5 31,7 27 73 65,1 41 77,8 65,1 82,5 95,2 17,5 25,8 25,4 23,8 26,2 24,6 46 55,6 49,7 53,5 50,3 38,1 53,2 70,7 90,5 88,9 79,4 87,3 0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 Sierra Norte La Vega Carmona Utrera Écija Sierra Sur Aljarafe Las Marismas Comarcas Porcentaje Bovinos Ovinos Caprinos Rumiantes Resultados 117 4.5.2. Seroprevalencia según comarcas geográficas Al igual que ocurre con las comarcas ganaderas, la seroprevalencia de las tres especies tomadas conjuntamente depende de la comarca geográfica donde se ubiquen las explotaciones, con un valor de p=0,0001. La mayor seroprevalencia aparece en la comarca de Las Marismas (70,7%), seguida de La Campiña (56,2%) y la menor, en las comarcas de Sierra Sur (38,1%) y Aljarafe (41%) (Figura XXVI, Tabla XXXIII). Figura XXVI. Seroprevalencia según comarcas geográficas en las tres especies y en rumiantes 4.5.3. Seroprevalencia según la presencia de gatos Para averiguar si la presencia de gatos influye en la prevalencia de la enfermedad, hemos consideramos oportuno hacer el estudio estadístico de las tres especies conjuntamente, tomando sólo los datos de aquellas explotaciones que están en régimen intensivo, ya que son las únicas en las que realmente podemos saber si los animales están en contacto con gatos o no. 12,9 43,5 33,3 61,4 27 73 95,2 17,5 25 26,2 24,6 46 31,7 56,2 53,5 38,1 41 49,7 70,7 82,5 82 87,3 90,5 65,1 0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 Sierra Norte La Vega La Campiña Sierra Sur Aljarafe Las Marismas Comarcas Por cent a j e Bovinos Rumiantes Ovinos Caprinos Resultados 118 En cada una de las especies por separado no hemos podido realizar este estudio, ya que el número de datos de las explotaciones intensivas de los que disponíamos, no era suficiente para que los resultados tuvieran validez estadística. La prevalencia encontrada en las explotaciones intensivas, en las que no hay gatos (48,7%), es menor que la de las explotaciones intensivas en las que sí los hay (58,6%). (Figura XXVI y Tabla XXXIV). Sin embargo, cuando aplicamos el test de Pearson, obtenemos un nivel de significación de 0,232, por lo que no podemos afirmar que la dependencia entre la prevalencia de la enfermedad y la presencia de gatos sea significativa. Figura XXVI. Seroprevalencia en explotaciones intensivas según la presencia de gatos. 58,6% 48,7% 0 10 20 30 40 50 60 Porcentaje Con gatos Sin gatos Presencia de gatos Discusión 119 5. DISCUSIÓN Discusión 120 5. DISCUSIÓN Los trabajos realizados en diferentes países sobre la seroprevalencia de la toxoplasmosis en las especies estudiadas ofrecen resultados muy dispares. Incluso dentro de una misma región los resultados obtenidos pueden variar considerablemente. Esto es debido a que en la incidencia de la toxoplasmosis influyen muchos factores como, la presencia de gatos, la prevalencia de la enfermedad en roedores o pájaros, la edad de los animales, el área geográfica en la que se ubique la explotación, la época de recogida de muestras, el clima, etc. Los resultados dependen también de la técnica empleada para realizar el análisis. En nuestro caso, hemos utilizado la técnica ELISA. Pero al ser esta técnica relativamente nueva, no hemos encontrado en la bibliografía muchos trabajos realizados mediante este método, con los que contrastar nuestros resultados. 5.1. SEROPREVALENCIA 5.1.1. Seroprevalencia en la especie ovina El valor de la seroprevalencia obtenido para la especie ovina, un 49,4%, es intermedio entre la seroprevalencia de la especie bovina y caprina. Entre los autores consultados que han realizado encuestas epidemiológicas mediante la técnica ELISA, hemos encontrado resultados inferiores a los recogidos por nosotros como, como Van-der-Puije y col. (2000), en Ghana, quienes detectan un 33,2% de seropositivos, Stefanakes y col. (1995) que obtienen una seroprevalencia del 22,7% en Creta; Lunden y col. (1992) un 19%, en Suecia y Skjerve y col. (1998) que encuentran en Noruega un 16,2%. Aún más bajos son los datos aportados por O’Donoghue y col. (1987) en el sur de Australia con un 9,2% o por Pandey y van Knapen (1992) en Zimbawe con un 6,2%. También hemos encontrado autores que detectan valores de seroprevalencia superiores a los nuestros: Malik y col. (1990), al norte de Estados Unidos, obtienen un 62,4% y, en Portugal, Farraia y Meireles (1993) un 69,8%. Valores similares a los encontrados por nosotros, aunque obtenidos por otras Discusión 121 técnicas serológicas, se han encontrado en diversos países. Así, Garin y col. (1971), en Senegal, obtienen una seroprevalencia del 46% empleando el DT; Rifaat y col. (1979) en la costa norte de Egipto, con la misma técnica detectan un 46,8%. En Italia, Zardi y col. (1967), también con DT, encuentran una seroprevalencia del 46,1% y en la isla de Sicilia Iannuzzi y Renieri (1973) obtienen un 48’8% usando HAI. Algo superiores son los valores encontrados por Rozsa y Matyi (1985), en Hungría, con una seropositividad del 52,8% también mediante HAI; por Elias (1966) quien empleando DT detecta en Rumanía un 53% o por Valder y col (1977), en Alemania, con valores del 54,7%. Wynne de Martini y Martin (1977), en Argentina, encuentran una seroprevalencia del 55% por técnicas de hemoaglutinación, al igual que Boch y col. (1979), en la zona de Baviera, con un 55,2% mediante IFI y O’Brien y Geraghty (1990), quienes con la técnica HAI, encuentran en Irlanda una seroprevalencia del 55,6%. También en otros países, diversos autores han encontrado valores más bajos a los hallados por nosotros. Entre los datos más recientes encontramos seroprevalencias del 40 % en Checoslovaquia (Prosek y Hejlicek, 1980) y Egipto (Rifaat y col. 1977), empleando como técnica de diagnóstico el DT. Valores aún más bajos se han detectado en Irán, con un 24,5% (Hashemi-Fesharki, 1996); en Etiopía (Bekele y Kasali, 1989) y en Malaysia (Rajamanickam y col., 1990) con un 22%, empleando todos ellos la técnica HAI, y en Brasil con un 18,7% (Pita Gondim y col., 1999), mediante LAT. Todavía más bajos son los valores detectados por Zaki (1995), quien en Pakistán obtuvo un 2,5% mediante LAT; por Connor y Halliwel (1985) que encontraron prevalencias del 7%, en Tanzania, con una prueba de HAI modificada; por Gupta y col. (1981), en la India, que obtienen un 8,6% mediante HAI o por Aganga y col. (1981) y Plant y col. (1982) que detectan porcentajes del 9% para Nigeria y Australia, usando técnicas de HAI e IFI, respectivamente. También existen estudios en los que la seroprevalencia encontrada es superior a la detectada por nosotros, como los de Perry y col. (1978), que en Colombia obtienen un 58% de seropositivos mediante HAI o los de Berengo y col. (1972), con un 98,9% para la región de Teramo, Italia, mediante la técnica del DT. Por lo que respecta a nuestro país, son escasos los trabajos que recogen datos de Discusión 122 seroprevalencia obtenidos mediante la técnica ELISA. En el noroeste de España, Quintanilla-Gozalo y col. (1997), realizan un estudio sobre 4508 ovejas, encontrando unos porcentajes de seroprevalencia similares a los nuestros, un 46,1%, sin embargo, en Santa Cruz de Tenerife, Solá y col. (1995) sólo obtienen un 16%. Con otras técnicas diagnósticas, diversos autores encuentran en nuestro país valores de seroprevalencia que varían ampliamente según la técnica utilizada y la región estudiada. Valores similares a los nuestros han sido encontrados por Guillén y col. (1992), quienes empleando técnicas de HAI e IFI, obtienen un 50,7%, en Ciudad Real; Gómez Luz (1967), en Zaragoza, señala una seroprevalencia del 45%, mediante el DT; Aparicio Garrido y col. (1972), en Madrid, un 50% mediante IFI. Valores más bajos que los hallados por nosotros han sido encontrados por Moreno y col. (1991), en Córdoba, quienes obtienen una seroprevalencia del 39,6% con AD, 35,1% con AD 2-ME y un 34,9% con IFI. Similares resultados obtienen Marca y col. (1996), en Zaragoza, encontrando una seroprevalencia del 35,27% mediante AD y del 33,72% con IFI. Aún más bajos son los valores obtenidos por Gutiérrez y col. (1983), quienes utilizando IFI encuentran un 20,9% de seropositividad en Zaragoza, y por Sánchez Canelles (1985), quien también mediante IFI, halla una seroprevalencia del 14% en Valencia, 19% en Castellón, 12% en Alicante y 8% en Mallorca. Un 12,6% de seropositivos han sido encontrados por Albala Pérez (1976), en Zaragoza, mediante las técnicas DT e IFI y un 12,4 %, por Mainar y col. (1996), en Madrid, usando AD-2ME; con esta última técnica, Ortiz Sánchez (1993), en Murcia, obtiene valores del 4,3% y del 5,6 mediante IFI. Porcentajes superiores han sido encontrados en Granada, por Rodríguez Osorio y Gómez García (1979), quienes obtienen mediante IFI una seroprevalencia del 58% y por Paniagua Andrés (1976), en León, quien obtiene, también con IFI, un 64%. 5.1.2. Seroprevalencia en la especie bovina La seroprevalencia obtenida en la especie bovina es del 83,3%, la más alta de las tres especies estudiadas Los estudios epidemiológicos sobre la toxoplasmosis en bovinos son bastante Discusión 123 inferiores a los realizados en ovinos, especialmente los efectuados mediante la técnica ELISA. Es por ello que en la bibliografía consultada, hemos encontrado pocos trabajos realizados mediante esta técnica con los que contrastar nuestros resultados, aunque los valores obtenidos en ellos son casi siempre inferiores a los alcanzados por nosotros. Una seroprevalencia del 54,2% es detectada por Roger y col. (1991) en la Isla de Reunión y aún más bajos son los valores obtenidos por Rodrigues y col. (1990) en Costa Rica, por Oz y col. (1995), en la provincia de Adana, en Turquía y por Farraia y Meireles (1993), en Portugal, quienes sólo encuentran un 12,4%, 7,8% y 4,8% de seropositivos respectivamente. Utilizando otras técnicas diagnósticas, los resultados obtenidos por los autores consultados, tanto en España como en otros países son también, en su mayoría, inferiores a los encontrados por nosotros. Fuera de España, varios autores obtienen valores de seroprevalencia similares a los nuestros o ligeramente inferiores. En Italia, Balbo y col. (1985) obtienen un 82% mediante IFI y, en Lausana (Suiza), Carroz (1977) encuentra un 78,4% de seropositivos, con DT. Ligeramente inferiores son los valores obtenidos por Dundar (1999) en la provincia de Cankiri, Turquía, y por Berengo y col. (1972), en Italia, quienes también mediante DT encuentran un 75% y 74,4% de seroprevalencia; o los encontrados en Francia por Campana-Rouget y col. (1975) y Cabannes y col. (1997), que detectan valores del 71,4% y 69%, respectivamente, usando ambos la técnica IFI. Valores más bajos que los encontrados por nosotros, aunque altos se han obtenido en diversos países. Así, en Argentina, Wynne de Martini y Martin (1977), obtienen 64% de seropositivos, mediante técnicas de hemoaglutinación y, en Sudán, Eldim y col. (1985), detectan un 63% con HAI. Otros autores encuentran cifras muy inferiores a las nuestras, tanto en Europa como fuera de ella. En Costa Rica, Arias y col (1994) obtienen una seroprevalencia del 34,4%, utilizando la técnica IgG-IFI; en Francia, en la región de Estrasburgo, Himy- Dahan y col. (1983), detectan un 30% de seropositivos, también mediante IFI; en Egipto, Rifaat y col. (1977), un 27,5%, con DT y en Brasil, en el estado de Paraná, García y col. (1999) encuentran con IFI un 25,8% de seropositivos, el mismo valor encontrado por Zaki (1995), Discusión 124 en Pakistán, al analizar una muestra de 100 vacas, mediante LAT. Aún más bajos son los valores encontrados por otros autores en diversos países. Así, Uggla y Hjort, (1984), en varias zonas de Suecia, obtienen una seroprevalencia del 17%, mediante IFI. Del 16% son las seroprevalencias encontradas por Nene y col. (1986), en la India, utilizando la técnica HAI y por Samad y col. (1993), en Bangla Desh, mediante LAT. El 14,7% es el porcentaje de seropositivos obtenido en Checoslovaquia, por Prosek (1980), con la técnica DT y en torno al 10%, el detectado por Huong y col. (1998), en Vietnán, (10,5%) con AD y por Matsuo y Husin (1996) en Indonesia, (9%) mediante LAT. Bekele y Kasali (1989), en Etiopía, y Aganga y col. (1981), en Nigeria, obtienen utilizando la técnica HAI, una seroprevalencia del 6,6% y 3% respectivamente y en Escocia, Gran Bretaña, McColm y col. (1981) encuentran 2,8% de seropositivos mediante DT. Son varios los autores que no detectan anticuerpos frente a T. gondii en los sueros de los bovinos analizados, como Nation y Allen (1976), en Canadá, y Rajamanickam y col. (1990), en Malasia, ambos mediante HAI, o Hashemi y Fesharki (1996), en Irán, utilizando LAT. Con la misma técnica, Pita-Gondim y col (1999), obtienen similares resultados, un 1%, al analizar una muestra de 194 vacas en el estado de Bahía, en Brasil. Valores superiores a los nuestros se han detectado en Italia, donde Avezza y col. (1993) encuentran, en Lombardía, un 92% de seropositivos con AD y Lucidi (1976), en Parma, un 98,7% mediante técnicas de aglutinación. En nuestro país, sólo hemos encontrado un estudio, realizado mediante la técnica ELISA, con el que contrastar nuestros resultados. Es el efectuado por Rodríguez Ponce (1994), en Gran Canaria, quien obtiene unos valores similares a los nuestros, un 88,7%, al analizar una muestra de 151 sueros. Con otras técnicas diagnósticas, la mayoría de los datos consultados muestran seroprevalencias inferiores a las detectadas por nosotros Así, Gutiérrez y col. (1983), obtienen un 46% de seropositivos, en Zaragoza, mediante IFI. Con la misma técnica, Moreno y col. (1991), en Córdoba, describen una seropositividad del 40,1% y del 41,1% con AD-2ME, al analizar una muestra de 304 sueros de animales adultos. Aparicio Garrido (1972) detecta una seropositividad del 35,8% en la región de Madrid, Martínez Parajó y col. (1999), un 25% en Galicia y también en Galicia, Cid Lama y col. Discusión 125 (1997) encuentran una seroprevalencia del 18% al analizar 262 sueros procedentes de Lugo y Pontevedra, utilizando todos la técnica IFI. También mediante IFI, Ortiz Sánchez (1993), en Murcia, encuentra unos valores del 6,4% y del 3,2% mediante HAI-2ME. 5.1.3. Seroprevalencia en la especie caprina En la especie caprina se han obtenido los valores más bajos de seropositividad de las tres especies estudiadas, con una seroprevalencia del 24,9%. En la bibliografía consultada, no son muchos los estudios realizados mediante la técnica ELISA con los que contrastar nuestros resultados. Fuera de España, hemos encontrado valores similares a los nuestros, en Ghana (26,8%) y en Uganda (31%), obtenidos en el 2000 por Van-der-Puije y col. y por Bisson y col., respectivamente. También hemos encontrado valores de seroprevalencia inferiores y superiores a los nuestros, como el 14,4% detectado en Creta por Stefanakes y col. (1995); el 4,5%, obtenido en Zimbawe, por Pandey y Van-Knapen (1992), y el 75% encontrado en la Isla de Reunión por Roger y col. (1991). Valores similares a los alcanzados por nosotros, aunque obtenidos mediante otras técnicas diagnósticas, se han encontrado fuera de nuestro país. Porcentajes del 22% han sido detectados en Estados Unidos, por Dubey (1985) y Dubey y Adams (1990), mediante DT y AM, respectivamente y, también, en Sri Lanka (Dorny y Van Aken, 1992) con AM. En el estado de Bahía, Brasil, Pita Gondim y col. (1999), obtienen un 28,9% de seropositivos y en Nueva Zelanda, Opel y col. (1991), encuentran un 30% en cabras de un año y adultas, ambos mediante LAT. Valores algo inferiores a los nuestros, un 20% utilizando la técnica LAT y un 18,5% mediante HAI, han sido encontrados por Hashemi-Fesharki (1996), en Irán. Otros autores encuentran valores de seroprevalencia mucho más bajos. En 1993, Hoghooghi y Afraa, en Irán, y Samad y col., en Bangla Desh, obtienen una seropositividad del 13,1% y del 12%, respectivamente, utilizando LAT. Una seroprevalencia del 11% es descrita por Bekele y Kasali (1989), en Etiopía central y por Sharma y Gautam (1972), en la India, mediante HAI. Con la misma técnica Nieto y Meléndez (1998), encuentran en Venezuela una seroprevalencia de 6,7% al analizar 386 Discusión 126 cabras mayores de 4 años. Seroprevalencias mayores a la encontrada por nosotros han sido descritas por otros autores, en diferentes países. Así, Nene y col. (1986), en India, y Dorny y col. (1993), en Malasia peninsular mediante HAI y AD, encuentran seroprevalencias del 34% y 35,2%, respectivamente. En 1990, García-Vázquez y col., en Méjico, y Patton y col., en Tennessee, USA, hallaron seroprevalencias del 44% y del 55%, utilizando IFI y AD, respectivamente. En Indonesia, Matsuo y Husin (1996), obtienen unos niveles de seropositividad del 47,5%, utilizando LAT En el continente europeo, los valores de seroprevalencia obtenidos por los autores consultados son superiores a los encontrados por nosotros. En Italia, Caprariis y Gravino (1981) y Toniolo y col. (1982) obtuvieron, mediante microaglutinación y HAI, unos porcentajes muy elevados, del 95% y 87%, respectivamente. Más bajos son los porcentajes encontrados en Francia, por Doby y Deunff (1984) y Chabasse y col. (1978), quienes utilizando la técnica HAI, obtienen una seroprevalencia del 53% y 47%, siendo este último el valor encontrado también por Antonis y col. (1998) en cabras de Holanda. En nuestro país, son escasos los trabajos de seroprevalencia realizados mediante la técnica ELISA. Solá y col. (1995) obtienen una seroprevalencia del 29%, en Santa Cruz de Tenerife, similar a la encontrada por nosotros, mientras que Quintanilla-Gozalo y col. (1997), en el noroeste de España, y Rodríguez Ponce (1994), en Gran Canaria, encuentran una prevalencia del 54,1% y 63,3%, respectivamente. Con otras técnicas diagnósticas, la mayoría de las encuestas epidemiológicas efectuadas en España, obtienen una seroprevalencia mayor a la encontrada por nosotros. Los valores más altos han sido descritos por Rodríguez Osorio y Gómez García (1979), quienes detectaron en Granada un 79% de seropositivos, mediante IFI. En Córdoba, Moreno y col. (1987), obtienen un 43,8% mediante las técnicas IFI y AD 2-ME y un 50,4% con AD y, en Murcia, Ortiz Sánchez (1993) encuentra unos valores del 41,5% mediante AD y un 35,5% con HAI. Sólo Mainar y col. (1996) obtienen una seroprevalencia inferior a la nuestra (2.8% mediante AD-2ME) al estudiar los sueros de 35 cabras de varios rebaños de la provincia de Madrid. Discusión 127 5.2. COMARCAS GEOGRÁFICAS En ovinos, como se indica en el apartado de resultados, la seroprevalencia de la enfermedad depende de manera muy importante de la comarca geográfica donde se localicen las explotaciones. Las comarcas con una mayor seroprevalencia son Las Marismas y La Campiña, con un porcentaje de seropositivos del 73% y 61,4%, respectivamente. El resto de las comarcas tienen un porcentaje de seronegativos más alto que el de seropositivos, destacando por su baja seropositividad la comarca del Aljarafe, con un 27% de seropositivos. Esta dependencia de la seroprevalecia con respecto a los factores geográficos ha sido también descrita por varios autores como O’Donoghue y col. (1987), quienes en el Sur de Australia analizaron 1.159 ovejas de seis áreas de tres diferentes zonas geoclimáticas, encontrando diferencias sustanciales de la prevalencia según el área geográfica estudiada, o como Plant y col. (1982), también en Australia, quienes encuentran en las mesetas unos valores de seroprevalencia (57,8%) muy superiores a los encontrados en las zonas de ladera (41%) y en las llanuras (22,4%). En Ghana, Van der Puije y col. (2000) estudiaron la seroprevalencia de ovejas en tres zonas ecológicas distintas encontrando diferencias significativas entre la prevalencia de la sabana costera (48,4), la zona de selva (43,5) y la sabana seca (19,3). Por el contrario, Gorman y col. (1999) analizaron 408 ovejas procedentes de varias regiones de Chile, no encontrando diferencias significativas de la prevalencia entre la distinta procedencia geográfica de las muestras. En bovinos, al igual que en ovinos, la seroprevalencia de la toxoplasmosis depende de la comarca geográfica donde se encuentre la explotación. Es especialmente llamativa la alta positividad, un 95,2% de la comarca de Las Marismas, y la baja seropositividad, en comparación a la media, de la comarca de Sierra Sur, un 65,1%. Nuestros resultados concuerdan con los hallados por Van-Knapen y col. (1995), en Holanda, quienes en un estudio sobre la prevalencia de T. gondii en bovinos, encontraron que la seroprevalencia en el Norte del país era mucho menor (13,1%) que la seroprevalencia encontrada en el Sur (42,6%). Discusión 128 En el caso de la especie caprina, como ya indicamos en el capítulo de los resultados, existe también una relación de dependencia entre la seroprevalencia y la comarca geográfica donde se encuentre la explotación. Al igual que en las especies anteriores, la mayor seropositividad se encuentra en la comarca de Las Marismas con una seroprevalencia del 43,5%. Los valores más bajos de seropositividad aparecen en las comarcas Aljarafe (12,9%) y Sierra Sur (17,5%). Nuestros datos concuerdan con los encontrados por Pita Gondim y col. (1999), en el estado de Bahía, Brasil, quienes al analizar sueros de 439 cabras pertenecientes a dos regiones geoclimáticas distintas encontraron una prevalencia más alta (41,9%) en aquella región más próxima al Atlántico, y una seropositividad más baja (7,2%) en la región situada tierra adentro y con los aportados por Van der Puijey col. (2000) en Ghana, quienes encontraron diferencias significativas de la prevalencia al analizar cabras de tres regiones ecológicas distintas, la sabana costera (29,6%), la zona de selva (32,6%) y la sabana seca (21%). Tomando los datos de las tres especies conjuntamente obtenemos unos resultados similares a los obtenidos para cada una de las tres especies de forma aislada, existiendo una fuerte dependencia entre la prevalencia de la toxoplasmosis y el área geográfica de donde proceden las muestras. La comarca que posee unos valores más altos de seroprevalencia para rumiantes es Las Marismas, con un 70,7% de seropositivos, seguida de La Campiña con un 56,2%. Las que poseen unos valores de seroprevalencia más bajos son Sierra Sur y Aljarafe con un 38,1% y 41% de seropositivos, respectivamente. La explicación a esta mayor seroprevalencia para las tres especies en la comarca de Las Marismas, habría que buscarla en la ecología de la comarca y también en la mayor humedad de las zonas de marismas. La comarca de Las Marismas incluye zonas que están dentro del Preparque de Doñana o limitando con él. Son zonas llanas y abiertas donde proliferan los gatos silvestres o asilvestrados que dejan sus ooquistes en los pastos donde se alimentan los rumiantes, en regímenes extensivos o semiextensivos. Aunque la temperatura y pluviosidad de la comarca sean las mismas que en las comarcas colindantes, pertenecientes también al clima Mediterráneo continental tipo II, Discusión 129 la zona de Las Marismas está influenciada por los vientos más suaves y húmedos que proceden del mar, muy próximo. Esta influencia marítima y las características propias de la marisma, le confieren a la comarca una mayor humedad, especialmente en la época de sequía, que hace que las formas de resistencia de T. gondii persistan por más tiempo en el suelo, permitiendo así la infección en los herbívoros. Las comarcas que presentan una menor seroprevalencia en las tres especies son Sierra Sur y Aljarafe. El Aljarafe es una comarca que, debido a su proximidad a la capital de la provincia, ha experimentado en las últimas dos décadas un enorme crecimiento urbanístico a costa de los terrenos antes dedicados a la agricultura y ganadería. Posiblemente, este desarrollo urbanístico sea la causa de una menor incidencia de la enfermedad, ya que la prevalencia de la toxoplasmosis en gatos urbanos es menor que la de los gatos de campo o asilvestrados (Dubey, 1994), por lo que las posibilidades de contagio de los herbívoros son más pequeñas. Sobre todo, teniendo en cuenta que muchas de las explotaciones ganaderas de la comarca son intensivas y la presencia de gatos en la explotación es la principal vía de contagio de la enfermedad. 5.3. CLIMATOLOGÍA En ovinos, ssegún nuestros resultados, el clima de la zona donde se encuentran las explotaciones ovinas es un factor que influye en la seroprevalencia de la enfermedad de forma significativa. La pluviosidad anual es el factor que determina las diferentes zonas climáticas dentro de la provincia y, según parece, es esta pluviosidad la responsable de que exista una mayor o menor seroprevalencia. Sin embargo, no encontramos una explicación biológica adecuada a esta distribución de la seropositividad con respecto al clima, ya que según los estudios realizados por diversos autores (Dubey y Beattie, 1988), la seroprevalencia de la enfermedad tiende a ser más alta en aquellas zonas con mayor humedad, ya que así la supervivencia de los ooquistes es mayor. Según nuestros resultados, son las zonas pertenecientes al clima mediterráneo cont. tipo II, con una pluviosidad menor de 600 mm al año, las que tienen una mayor Discusión 130 incidencia de la enfermedad, con una prevalencia del 66,5%. Las zonas con un clima mediterráneo cont. tipo I, ligeramente más húmedo tienen una seroprevalencia más baja, 36,4% y, por último, las zonas de clima mediterráneo cont. tipo húmedo, con la pluviosidad más alta de toda la provincia y las temperaturas más suaves, presentan una seroprevalencia del 33,3%, la menor de las tres zonas climáticas. Posiblemente, las distintas zonas geográficas a las que pertenecen los animales, la existencia de amplias zonas de regadíos u otros factores que no se han tenido en cuenta en este trabajo, influyen en la distribución de la infección de manera más decisiva que la diferente pluviosidad en la provincia. A conclusiones similares llegaron O’Donoghue y col (1987), quienes, como ya comentábamos antes, analizaron en el Sur de Australia ovejas de tres diferentes zonas geoclimáticas, sin encontrar una correlación significativa entre la seroprevalencia y ningún factor climático como la temperatura media o las precipitaciones medias anuales. Por el contrario, Pita Gondim y col. (1999) analizaron sueros de 240 ovejas pertenecientes a dos regiones climáticas distintas en el estado de Bahía, Brasil, encontrando una prevalencia más alta (26,9%) en aquella región con un clima más húmedo y una seropositividad más baja (12,5%) en la región de clima más seco. En bovinos, los resultados obtenidos nos muestran que no existe una relación de dependencia entre la seroprevalencia de la toxoplasmosis y la zona climática donde se encuentren las explotaciones. Los valores de seroprevalencia obtenidos para las tres zonas climáticas son bastante similares. Se ha encontrado una seroprevalencia del 81,1% para la zona de clima mediterráneo cont. tipo I y del 83,1% para las zonas con un clima mediterráneo cont. tipo II, siendo ligeramente más alta (90,5%), la registrada en el clima mediterráneo continental húmedo, la zona más lluviosa de la provincia. Como indicábamos en la especie ovina, deben existir factores que inciden de manera más importante que el clima en la distribución de la enfermedad en la provincia de Discusión 131 Sevilla, ya que, quizás, las diferencias climáticas no son lo suficientemente marcadas para determinar una mayor o menor supervivencia de las formas de resistencia de T. gondii. Nuestros datos contrastan con los obtenidos por Roger y col. (1991) quienes sí encontraron una diferencia significativa en la prevalencia de la infección en las distintas zonas climáticas estudiadas en la isla de Reunión. En caprinos, igual que sucede en bovinos, la seroprevalencia es estadísticamente independiente del clima, ya que en las tres zonas climáticas, los valores de positividad son prácticamente iguales: un 24,6%, para el clima mediterráneo continental húmedo, un 25,4% en la zona de clima mediterráneo cont. tipo I y un 24,4% para el clima mediterráneo cont. tipo II. Los mismos argumentos esgrimidos en ovinos y bovinos nos sirven para explicar esta ausencia de dependencia entre el clima y la seroprevalencia en caprinos. Esta ausencia de dependencia entre el clima y la seroprevalecia encontrada por nosotros, contrasta con los resultados obtenidos por Roger y col. (1991) en la Isla de Reunión, donde en las zonas más húmedas y con fuertes vientos reinantes se alcanzó una seroprevalencia más alta (81%), mientras que en aquellas zonas donde las lluvias son más escasas y los vientos más débiles la seroprevalecia disminuyó hasta un 51%y por Pita Gondim y col. (1999) quienes analizaron sueros de 439 cabras pertenecientes a dos regiones climáticas distintas en el estado de Bahía, Brasil, encontrando una seropositividad más alta (41,9%) en aquella región con un clima más húmedo y una seropositividad más baja (7,2%) en la región de clima más seco. 5.4. TAMAÑO DE LA EXPLOTACIÓN En ovejas, no hemos obtenido una relación de dependencia entre el tamaño de las ganaderías y la seroprevalencia de la enfermedad. En la bibliografía revisada no hemos encontrado datos en ovejas que apoyen o contradigan nuestros resultados. Por el contrario, en bovinos, sí se ha encontrado una relación de dependencia entre el censo de las explotaciones y la seroprevalencia de la enfermedad. En las explotaciones con un número de cabezas menor de 100 la seroprevalencia es significativamente más pequeña que en las ganaderías con un censo comprendido entre Discusión 132 100 y 500 cabezas. No hemos encontrado en la bibliografía consultada datos en bovinos con los que contrastar nuestros resultados. En caprinos, al igual que en ovinos, no hemos encontrado una relación de dependencia entre el censo de la explotación y la seropositividad. Nuestros resultados contrastan con los obtenidos por Dorny y col (1993), quienes en un estudio sobre la prevalencia de la enfermedad en cabras, en la Península de Malasia, encuentran que la seroprevalencia era más alta (45,1%) en las granjas pequeñas con un máximo de 20 cabezas, que en las granjas comerciales, con alrededor de 400 cabezas, donde ninguno de los animales fue seropositivo. 5.5. TIPO DE EXPLOTACIÓN En ovinos, según los datos recogidos en la encuesta realizada a los propietarios de las ganaderías, el tipo de explotación sí influye de manera significativa en la seroprevalencia de la enfermedad. La menor seroprevalencia aparece en explotaciones extensivas, un 30%, mientras que en las explotaciones intensivas es del 42,9%. La mayor seroprevalecia se da en las explotaciones semiextensivas con un 64,3% de seropositivos. Estos resultados parecen lógicos ya que las ovejas en régimen semiextensivo, además de estar en contacto con los posibles gatos de la explotación, lo están también con los que existen en las zonas por las que transitan a diario, aumentando, por tanto, las posibilidades de contagio. Estos resultados concuerdan con los obtenidos por Sharman y col. (1972), que observaron que las ovejas mantenidas en sistemas de explotación intensivos presentaban una mayor seroprevalencia que las mantenidas en régimen extensivo, y también por Plant y col. (1982), quienes en un estudio sobre 5724 carneros de Nueva Gales del Sur, en Australia, observaron que la seroprevalencia era más alta en los rebaños con un régimen intensivo o semiintensivo que, en los que tenían un régimen extensivo. Sin embargo, los datos aportados por Lunden y col. (1994) en un estudio, realizado mediante ELISA, de un rebaño de ovejas del centro de Suecia, contrastan con los nuestros. Durante seis años, tomaron muestras de los animales dos veces al año, antes de salir al Discusión 133 campo, en primavera y cuando retornaban a los establos, en otoño, y encontraron que la seroconversión se producía fundamentalmente en el muestreo de otoño, demostrando que, en su caso, la mayoría de los animales adquieren la infección en los pastos. En bovinos, al igual que en ovinos, el tipo de explotación sí influye de manera significativa en la seroprevalencia de la enfermedad. Del mismo modo que ocurría en ovinos, la mayor seropositividad aparece en las explotaciones semiextensivas, con un porcentaje de positividad del 100%, muy superior a la media y ligeramente por encima de la seropositividad encontrada en las explotaciones extensivas (91,4%). En este caso, son las explotaciones intensivas las que presentan una menor seroprevalencia con un porcentaje de seropositivos del 74%. Como antes indicábamos, los animales en régimen semiextensivo tienen mayor posibilidad de contagio, ya que además de estar en contacto con los gatos de su explotación, pueden contactar también con los ooquistes procedentes de las heces de gatos que se encuentran en los caminos o campos que recorren diariamente. En bovinos no hemos encontrado datos sobre la seropositividad, según el tipo de explotación, con los que contrastar nuestros resultados. Al contrario de lo que sucedía en ovinos y bovinos, en caprinos, el tipo de explotación no influye de manera sustancial en la prevalencia de la enfermedad. En este caso, la seropositividad en las explotaciones intensivas y extensivas es muy similar, del 25% y 23,6% respectivamente, siendo la de las explotaciones semiextensivas más baja, (12,2%) aunque no lo suficiente para que sea estadísticamente significativa. Nuestros datos contrastan con los encontrados por Chiari y col. (1987) en la región de Minas Gerais (Brasil), quienes observaron que la prevalencia en las cabras urbanas y periurbanas explotadas en régimen intensivo oscilaba entre el 70 – 92%, mientras que en las cabras rurales, explotadas en régimen semiextensivo o extensivo, era del 32%. Discusión 134 5.6. APTITUD Sólo disponemos de datos sobre la aptitud de los animales en bovinos. En este caso, como nos muestran los valores obtenidos en los resultados, la seroprevalencia depende significativamente de la aptitud de los animales. La menor seroprevalencia se ha obtenido en los animales criados para la producción de leche, con una seroprevalencia del 79’6%. Estos animales normalmente se encuentran en régimen intensivo y el número de cabezas por explotación suele ser menor de 100. Como hemos visto en los apartados Tipo de explotación y Tamaño de las explotaciones, son los animales de la especie bovina, que se encuentran en explotaciones intensivas y en rebaños de menos de 100 cabezas, los que presentan unos valores de seroprevalencia más bajos, coincidiendo, por tanto, con los datos referidos a la aptitud lechera de los animales. Para explicar estos resultados, podemos argumentar que los animales en régimen semiextensivo o extensivo tienen mayor posibilidad de contagio que los que están en régimen intensivo, ya que al alimentarse en los pastos tienen más probabilidad de ingerir ooquistes que han sido eliminados por los gatos que por allí transitan, o que han sido transportados por el viento, el agua o animales invertebrados. Los valores de seroprevalencia para los grupos de aptitud cárnica y de lidia son prácticamente idénticos: 88,7% y 88,1% respectivamente. 5.7. PRESENCIA DE GATOS Como hemos visto en el capítulo de resultados, estadísticamente no existe una relación de dependencia entre la presencia de gatos y la seroprevalecia de la enfermedad en ninguna de las tres especies estudiadas, aunque en ovinos la prevalencia de la toxoplasmosis es mayor en las explotaciones con gatos que en aquellas donde no los hay. Estos resultados los hemos obtenido analizando conjuntamente los datos de los tres tipos de ganaderías, intensivas, semiextensivas y extensivas. Sin embargo, estos resultados no reflejan fielmente la realidad. En la provincia Discusión 135 de Sevilla, existe gran número de explotaciones semiextensivas y extensivas, en las que es muy difícil distinguir si los animales de la explotación están en contacto con gatos o no, ya que como hemos indicado antes, los animales en régimen semiextensivo, recorren todos los días caminos y pastos donde pueden encontrar ooquistes procedentes de las heces de gatos que no pertenecen a su explotación ganadera, y en el caso de las explotaciones extensivas es imposible conocer si por esa zona transitan gatos domésticos o silvestres, ya que éstos poseen territorios muy amplios, que transitan a diario. Sólo en el caso de las explotaciones intensivas podemos distinguir de manera clara entre la presencia o ausencia de gatos, pero como ya indicábamos antes, no disponemos de los suficientes datos de las explotaciones intensivas para realizar un estudio estadístico de cada especie por separado. Es por ello, que hemos analizado conjuntamente las ganaderías intensivas encuestadas de las tres especies, obteniendo que el número de animales seropositivos (58,6%) es mayor que el de seronegativos (41,4%) en las ganaderías con presencia de gatos. Por el contrario, el número de animales seropositivos (48,7%) es menor que el de seronegativos (51,3%) en aquellas explotaciones en las que no hay gatos. A pesar de ello, estadísticamente estas diferencias no son significativas. Nuestros datos concuerdan con los obtenidos por Skjerve y col. (1998), quienes analizaron 1940 ovejas pertenecientes a 194 rebaños pertenecientes a diferentes áreas de Noruega, y encontraron que la presencia de gatos pequeños en las granjas era un factor de riesgo a tener en cuenta. A las mismas conclusiones llegan Mainar y col. (1996), en Madrid, al observar que la presencia de gatos en las explotaciones ovinas sí influye sobre la aparición de la enfermedad. En cabras, otros autores también encuentran relación entre la existencia de gatos y la prevalencia de la toxoplasmosis. Dorny y col. (1993), en un estudio sobre la toxoplasmosis en la Península de Malasia, encontraron que en las granjas donde existían gatos, la seroprevalencia era significativamente mayor (43,7%) que en las que no existían (20,5). Antonis y col. (1998), informan que la existencia de gatitos en las granjas holandesas es un factor de riesgo para la alta prevalencia de la toxoplasmosis. Discusión 136 5.8. EXISTENCIA DE ABORTOS En cuanto a la existencia de abortos en las explotaciones y su posible relación con la prevalencia de la enfermedad en las mismas, según los datos de la encuesta, no hemos encontrado que exista relación de dependencia en ovinos, ni tampoco en caprinos. Nuestros datos están en consonancia con los aportados por Stefanakes y col., (1995), quienes en un estudio sobre ovejas, realizado en Creta, no encuentran diferencias significativas entre la prevalencia de la toxoplasmosis en rebaños con problemas de abortos o sin ellos. Salvo estos autores, en la bibliografía revisada, no hemos encontrado otros datos de encuestas epidemiológicas que relacionen la seroprevalencia de los rebaños con la existencia de abortos. Sí existen comunicaciones que informan de casos de rebaños con un alto número de abortos debidos a Toxoplasma, en los que al analizar los sueros de los animales del rebaño, se ha encontrado una elevada seroprevalencia de anticuerpos frente a T. gondii. En Estados Unidos son varios los estudios de este tipo. Así, Behymer y col. (1985) encuentran en un rebaño, con historial de abortos, del norte de California, una seroprevalencia del 59%; Dubey y Kirkbride (1989a,b), al analizar muestras de sueros de ovejas adultas pertenecientes a 33 rebaños de varios estados del centro y norte de U.S.A., en los que se habían diagnosticado casos de abortos por toxoplasmosis, encontraron una prevalencia del 65,5%. Un año antes, Dubey y Welcome encontraron una seroprevalencia del 73,8%, al analizar mediante AD 592 ovejas de un rebaño que presentaba problemas de abortos en Cobleskill, NY. Por lo que respecta a la especie caprina, en 1986, Nurse y Lenghaus informaron de una epidemia de toxoplasmosis en un rebaño de cabras de angora australianas. El 52% de las cabras habían tenido abortos o crías muertas. Conclusiones 139 6. CONCLUSIONES Conclusiones 141 6. CONCLUSIONES En la encuesta seroepidemiológica sobre la toxoplasmosis realizada sobre 1505 rumiantes (504 ovinos, 504 bovinos y 497 caprinos) de la provincia de Sevilla hemos obtenido las siguientes conclusiones: 1. La prevalencia de las tres especies tomadas conjuntamente es del 52,7%, siendo la prevalencia para cada una de las especies del 83,3% en bovinos, 49,4% en ovinos y 24,9% en caprinos. 2. En todas las especies existe una relación estadísticamente significativa entre la seroprevalencia de la toxoplasmosis y la comarca geográfica y ganadera donde se localicen las explotaciones. La mayor seropositividad aparece en la comarca de Las Marismas, tanto para las tres especies de forma aislada como tomadas conjuntamente. 3. En las especies caprina y bovina no se ha encontrado relación significativa entre la seroprevalencia y la zona climática a la que pertenecen las explotaciones. En la especie ovina, sí se ha encontrado una relación significativa de la seropositividad con respecto al clima, aunque de difícil explicación biológica, ya que es la zona climática con menor pluviosidad la que presenta una mayor seroprevalencia. 4. Se ha puesto de manifiesto una relación significativa entre la prevalencia de la enfermedad y el tamaño de las explotaciones en bovinos, teniendo las explotaciones de menos de 100 cabezas una seropositividad muy inferior a la que presentan las explotaciones entre 100 y 500 cabezas. En ovinos y caprinos no se ha encontrado relación entre el tamaño de la explotación y la seroprevalencia. 5. En las especies bovina y ovina se ha encontrado una relación significativa entre el tipo de explotación (intensiva, semiextensiva y extensiva) y la prevalencia de la enfermedad. En ambas especies, son los animales en régimen semiextensivo los que presentan una mayor seroprevalencia. En bovinos, la seroprevalencia es del 100% en explotaciones semiextensivas, frente al 91,4% de las explotaciones extensivas y al 74% de las intensivas. En ovinos, la seroprevalencia en explotaciones semiextensivas es del 64,3%. siendo del 30% en explotaciones extensivas y del 42,9% en las intensivas. No se ha Conclusiones 142 encontrado relación de dependencia entre la seroprevalencia y el tipo de explotación en la especie caprina. 6. Se ha encontrado una relación de dependencia significativa en bovinos entre la aptitud de los animales (lechera, cárnica o lidia) y la seroprevalencia. Son los animales de aptitud lechera los que presentan una menor prevalencia (79,6%). 7. En las explotaciones intensivas de las tres especies se ha puesto de manifiesto una relación de dependencia, aunque no significativa, entre la presencia de gatos en las explotaciones y la prevalencia de la enfermedad, siendo mayor la seroprevalencia en las explotaciones en las que existen gatos. 8. En las especies ovina y caprina no se ha encontrado una relación entre la existencia de abortos o celos de repetición y la seroprevalencia de la enfermedad. 9. La alta seroprevalencia encontrada en los rumiantes de la provincia de Sevilla, puede ser importante desde el punto de vista sanitario, ya que las tres especies estudiadas son elementos fundamentales en la alimentación humana, por lo que pueden constituir una importante fuente de contagio de Toxoplasma para el hombre. Resumen 143 7. RESUMEN Resumen 145 7. RESUMEN Se ha realizado un estudio seroepidemiológico de la toxoplasmosis en rumiantes en la provincia de Sevilla sobre un total de 1505 sueros facilitados por el Laboratorio de Sanidad y Producción Animal de la Diputación de Sevilla. Como prueba diagnóstica se ha utilizado la técnica inmunoenzimática ELISA. Se han muestreado 72 explotaciones de cada una de las tres especies, analizándose 504 muestras de la especie ovina, 504 de la especie bovina y 497 de la especie caprina. La prevalencia global obtenida ha sido del 52,7%. Por especies, hemos encontrado una prevalencia del 83,3% en bovino, 49,4% en ovino y 24,9% en caprino, En todas las especies se ha encontrado una relación significativa entre la seroprevalencia de la toxoplasmosis y la comarca geográfica donde se encuentren las explotaciones, correspondiendo la mayor prevalencia a la comarca de las Marismas y la menor a las comarcas de Sierra Sur y Aljarafe. Por el contrario, no se ha encontrado una relación entre la seroprevalencia de le enfermedad y la zona climática a la que pertenecen las explotaciones. En bovinos, se ha puesto de manifiesto una relación significativa entre la prevalencia de la enfermedad y el tamaño de las explotaciones, teniendo las explotaciones de menos de 100 cabezas una seropositividad inferior (80,2%) a la que presentan las explotaciones entre 100 y 500 cabezas (91,4%). También es significativa la relación encontrada en bovinos entre la aptitud de los animales y la seroprevalencia, siendo los animales de aptitud lechera los que presentan una menor seroprevalencia (79,6%). En ovinos y caprinos no se ha encontrado relación entre el tamaño de la explotación y la seroprevalencia. En las especies bovina y ovina se ha encontrado una relación significativa entre el tipo de explotación (intensiva, semiextensiva y extensiva) y la prevalencia de la enfermedad. En ambas especies, son los animales en régimen semiextensivo los que presentan una mayor seroprevalencia, 100% en bovinos y 64,3% en ovinos. No se ha encontrado relación de dependencia entre la seroprevalencia y el tipo de explotación en la especie caprina. Resumen 146 Se ha puesto de manifiesto una relación de dependencia, aunque no significativa, entre la presencia de gatos en las explotaciones intensivas y la prevalencia de la enfermedad, siendo mayor la seroprevalencia en las explotaciones en las que existen gatos. No se ha encontrado una relación entre la existencia de abortos o celos de repetición y la seroprevalencia de la enfermedad, en ovinos y caprinos. Summary 147 8. SUMMARY Summary 149 8. SUMMARY A seroepidemiological survey of toxoplasmosis in ruminants has been carried out in Seville province, in a total of 1505 serum samples provided by the Health and Animal Production Laboratory of the Diputación of Seville. The immunoenzymatic ‘ELISA’ technique has been used as a diagnostic test. For each of the three types of species considered, sampling has been carried out on 72 farms. The outcome has been 504 samples of each of the ovine and bovine species and 497 of the caprine species. We have obtained a global prevalence of 52.7%. This prevalence varies according to each of the three species, being 83.3% in the bovine species, 49.4% in the ovine and 24.9% in the caprine species. In all the species we have found a significant relationship between toxoplasmosis seroprevalence and the geographical positions of the farms. The higher prevalence corresponds to the area of Las Marismas and the lower, to the areas of Sierra Sur and Aljarafe. However, we have not found a relationship between seroprevalence of the disease and the climatic conditions on the farms where sampling has been carried out. In the bovine species, it has been made clear that there is a significant relationship between prevalence of the disease and the size of the farms. Farms having less than 100 cattle show inferior seropositivity (80.2%) than farms with a range of 100-500 cattle (91.4%). It is also significant the relationship between aptitude animals of the bovine species and the seroprevalence. The milk-producing animals show the lower prevalence (79.6%). We have not found a relationship between the size of the farms and the prevalence of the disease, in the ovine and caprine species. Within the bovine and ovine species, our data show a significant relationship between types of farming (intensive, semi-extensive and extensive) and the prevalence of the disease. In both species, animals on a semi-extensive régime are more prone to show higher seroprevalence, 100% in the bovine species and 64.3% in the ovine species. Nevertheless, we have not found this relationship within the caprine species. Summary 150 It has also been made clear that there is a positive relationship, though not significant, between the presence of cats in intensive farming and the prevalence of the disease. We have not found any kind of relationship between cases of abortions or abnormal polyoestrus and toxoplasmosis seroprevalence in the ovine and caprine species. Agradecimientos 151 9. AGRADECIMIENTOS Agradecimientos 153 9. AGRADECIMIENTOS Al Profesor Dr. Santiago Hernández Rodríguez por brindarme la oportunidad de realizar la tesis doctoral en el departamento que él dirige y por la elección del tema tratado.. A la Profesora Dra. Setefilla Martínez Cruz y al Profesor Dr. Teodoro Moreno Montáñez por su acertada dirección de este trabajo. Al Dr. José Antonio Camúñez Ruíz y a Vicente Rodríguez Sosa profesores de Estadística de la Facultad de Económicas de Sevilla por su orientación y ayuda en la realización de este trabajo. A Fernando Ramírez Sola por su inestimable ayuda para resolver todos los problemas surgidos en el tratamiento informático de los datos. A los miembros de la Cátedra de Parasitología y Enfermedades Parasitarias de la Facultad de Veterinaria de Córdoba. A todo el personal del Laboratorio de Sanidad Animal del Cortijo de Cuarto de Sevilla por su colaboración y apoyo en la recogida de las muestras. A mi familia y amigos que siempre me han apoyado y dado ánimos para seguir adelante. Bibliografía 154 10. BIBLIOGRAFÍA Bibliografía 156 10. BIBLIOGRAFÍA ADESIYUN, A.A. and. CAZABON, E.P (1996). Seroprevalences of brucellosis, Q- fever and toxoplasmosis in slaughter livestock in Trinidad. Rev. Elev. Med. Vet. Pays Trop., 49: 28-30. AGANGA, A.O.; BELINO, E.D.; ADEGBOYE, D.S. and ILEMOBADE, A.A. (1981). A serological survey of toxoplasmosis in food animals (catlle, sheep, goat and swine) in two northern states of Nigeria. Int. J. Zoonoses, 8: 57-62. ALBALA PÉREZ, F. (1976). Determinación serológica de toxoplasmosis en ganado ovino del matadero de Zaragoza. I Congreso Nacional de Parasitología, Granada: 31 AMBROISE-THOMAS, P.; GARIN, J.P. et RIGAUD, A. (1966). A melioration de la technique d’immunofluorescence par l’emploi de contracolorants. Aplication aux Toxoplasma. La Presse Medicale, 74: 2215-2216. AMIN, A.M. and. MORSY, T.A (1997). 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Comarca Municipio Censo Clima 5.3 460 Carmona Viso Alcor 200 Mc2 5.4 16 Carmona Viso Alcor 200 Mc2 5.5 210 Carmona Viso Alcor 200 Mc2 5.6 450 Carmona Viso Alcor 200 Mc2 5.7 460 Carmona Viso Alcor 200 Mc2 9.1 80 Carmona Carmona 574 Mc2 9.2 250 Carmona Carmona 574 Mc2 9.3 270 Carmona Carmona 574 Mc2 9.8 65 Carmona Carmona 574 Mc2 9.10 55 Carmona Carmona 574 Mc2 9.6 55 Carmona Carmona 574 Mc2 9.7 410 Carmona Carmona 5 74 Mc2 30.1 630 Carmona Mairena Alcor 575 Mc2 30.2 150 Carmona Mairena Alcor 575 Mc2 30.3 640 Carmona Mairena Alcor 575 Mc2 30.4 45 Carmona Mairena Alcor 575 Mc2 30.5 450 Carmona Mairena Alcor 575 Mc2 30.6 240 Carmona Mairena Alcor 575 Mc2 30.8 290 Carmona Mairena Alcor 575 Mc2 127.1 180 Carmona Alcalá G. 425 Mc2 127.2 290 Carmona Alcalá G. 425 Mc2 127.3 410 Carmona Alcalá G. 425 Mc2 127.4 140 Carmona Alcalá G. 425 Mc2 127.5 17 Carmona Alcalá G. 425 Mc2 127.6 470 Carmona Alcalá G. 425 Mc2 127. 7 110 Carmona Alcalá G. 425 Mc2 145.1 330 Carmona La Campana 270 Mc2 145.2 110 Carmona La Campana 270 Mc2 145.3 140 Carmona La Campana 270 Mc2 145.4 130 Carmona La Campana 270 Mc2 145.5 40 Carmona La Campana 270 Mc2 145.6 10 Carmona La Campana 270 Mc 2 145.7 30 Carmona La Campana 270 Mc2 208.1 390 Carmona Fuentes A. 200 Mc2 208.2 27 Carmona Fuentes A. 200 Mc2 208.3 180 Carmona Fuentes A. 200 Mc2 208.8 26 Carmona Fuentes A. 200 Mc2 208.5 0 Carmona Fuentes A. 200 Mc2 208.6 490 Carmona Fuentes A. 2 00 Mc2 208.7 95 Carmona Fuentes A. 200 Mc2 Tablas 189 Animal U.I. Comarca Municipio Censo Clima 238.1 90 Carmona Mairena Alcor 226 Mc2 238.2 390 Carmona Mairena Alcor 226 Mc2 238.3 16 Carmona Mairena Alcor 226 Mc2 238.4 300 Carmona Mairena Alcor 226 Mc2 238.5 710 Carmona Mairena Alcor 226 Mc2 238 .6 450 Carmona Mairena Alcor 226 Mc2 238.7 1300 Carmona Mairena Alcor 226 Mc2 8.1 160 Écija La Lantejuela 550 Mc2 8.2 660 Écija La Lantejuela 550 Mc2 8.3 230 Écija La Lantejuela 550 Mc2 8.4 60 Écija La Lantejuela 550 Mc2 8.5 24 Écija La Lantejuela 550 Mc2 8.6 80 Écija La Lantejuela 550 Mc2 8.7 400 Écija La Lantejuela 550 Mc2 42.1 180 Écija Écija 180 Mc2 42.2 60 Écija Écija 180 Mc2 42.3 19 Écija Écija 180 Mc2 42.5 140 Écija Écija 180 Mc2 42.6 470 Écija Écija 180 Mc2 42.4 330 Écija Écija 180 M c2 42.7 15 Écija Écija 180 Mc2 132.1 360 Écija Écija 426 Mc2 132.2 0 Écija Écija 426 Mc2 132.3 2 Écija Écija 426 Mc2 132.4 230 Écija Écija 426 Mc2 132.5 0 Écija Écija 426 Mc2 132.6 1600 Écija Écija 426 Mc2 132.7 17 Écija Écija 426 Mc2 191.1 23 Éci ja Marinaleda 175 Mc2 191.2 280 Écija Marinaleda 175 Mc2 191.3 1 Écija Marinaleda 175 Mc2 191.4 220 Écija Marinaleda 175 Mc2 191.5 0 Écija Marinaleda 175 Mc2 191.6 640 Écija Marinaleda 175 Mc2 191.7 90 Écija Marinaleda 175 Mc2 209.1 290 Écija El Rub io 430 Mc2 209.2 340 Écija El Rubio 430 Mc2 209.3 22 Écija El Rubio 430 Mc2 209.4 110 Écija El Rubio 430 Mc2 209.5 340 Écija El Rubio 430 Mc2 209.6 2 Écija El Rubio 430 Mc2 209.7 0 Écija El Rubio 430 Mc2 231.1 65 Écija Herrera 280 Mc2 231.2 500 Éci ja Herrera 280 Mc2 231.3 360 Écija Herrera 280 Mc2 231.4 190 Écija Herrera 280 Mc2 231.5 110 Écija Herrera 280 Mc2 Tablas 190 Animal U.I. Comarca Municipio Censo Clima 231.6 120 Écija Herrera 280 Mc2 231.7 0 Écija Herrera 280 Mc2 239.1 95 Écija Cañada Rosal 379 Mc2 239.2 160 Écija Cañada Rosal 379 Mc2 239.3 350 Écija Cañada Rosal 379 Mc2 239.4 0 Écija Cañada Rosal 379 Mc2 239.5 200 Écija Cañada Rosal 379 Mc2 239.6 0 Écija Cañada Rosal 379 Mc2 239.7 50 Écija Cañada Rosal 379 Mc2 18.1 320 Utrera Los Palacios 400 Mc2 18.2 110 Utrera Los Palacios 40 0 Mc2 18.3 150 Utrera Los Palacios 400 Mc2 18.4 8 Utrera Los Palacios 400 Mc2 18.5 480 Utrera Los Palacios 400 Mc2 18.6 120 Utrera Los Palacios 400 Mc2 18.7 70 Utrera Los Palacios 400 Mc2 142.1 160 Utrera Sevilla 2275 Mc2 142.2 220 Utrera Sevilla 22 75 Mc2 142.3 140 Utrera Sevilla 2275 Mc2 142.4 200 Utrera Sevilla 2275 Mc2 142.5 9 Utrera Sevilla 2275 Mc2 142.6 250 Utrera Sevilla 2275 Mc2 142.7 690 Utrera Sevilla 2275 Mc2 45.1 5 Sierra Norte S. Nicolás P. 764 Mch 45.2 4 Sierra Norte S. Nicolás P . 764 Mch 45.3 12 Sierra Norte S. Nicolás P. 764 Mch 45.4 1 Sierra Norte S. Nicolás P. 764 Mch 45.5 85 Sierra Norte S. Nicolás P. 764 Mch 45.6 85 Sierra Norte S. Nicolás P. 764 Mch 45.7 11 Sierra Norte S. Nicolás P. 764 Mch 77.1 7 Sierra Norte Guadal canal 581 Mch 77.2 150 Sierra Norte Guadalcanal 581 Mch 77.3 75 Sierra Norte Guadalcanal 581 Mch 77.4 15 Sierra Norte Guadalcanal 581 Mch 77.5 3 Sierra Norte Guadalcanal 581 Mch 77.6 2 Sierra Norte Guadalcanal 581 Mch 77.7 6 Sierra Norte Guadalcanal 581 Mch 97.1 0 Sierra Norte Alanís 431 Mch 97.2 750 Sierra Norte Alanís 431 Mch 97.3 23 Sierra Norte Alanís 431 Mch 97.4 9 Sierra Norte Alanís 431 Mch 97.5 35 Sierra Norte Alanís 431 Mch 97.6 12 Sierra Norte Alanís 431 Mch 97.7 11 Sierra Norte Alaní s 431 Mch 107.1 10 Sierra Norte Navas C. 126 Mch 107.2 1 Sierra Norte Navas C. 126 Mch 107.3 1 Sierra Norte Navas C. 126 Mch Tablas 191 Animal U.I. Comarca Municipio Censo Clima 107.4 0 Sierra Norte Navas C. 126 Mch 107.5 0 Sierra Norte Navas C. 126 Mch 107.6 0 Sierra Norte Navas C. 126 Mch 107.7 2 Si erra Norte Navas C. 126 Mch 108.1 0 Sierra Norte Constantina 537 Mch 108.2 3 Sierra Norte Constantina 537 Mch 108.3 0 Sierra Norte Constantina 537 Mch 108.4 2 Sierra Norte Constantina 537 Mch 108.5 25 Sierra Norte Constantina 537 Mch 108.6 23 Sierra Norte Constantina 537 Mch 108.7 4 Sierra Norte Constantina 537 Mch 119.1 4 Sierra Norte El Pedroso 470 Mch 119.2 30 Sierra Norte El Pedroso 470 Mch 119.3 29 Sierra Norte El Pedroso 470 Mch 119.4 0 Sierra Norte El Pedroso 470 Mch 119.5 50 Sierra Norte El Pedroso 470 Mch 119.6 18 Sierra Norte El Pedroso 470 Mch 119.7 470 Sierra Norte El Pedroso 470 Mch 228.1 40 Sierra Norte Castillo G. 59 Mch 228.2 530 Sierra Norte Castillo G. 59 Mch 228.3 17 Sierra Norte Castillo G. 59 Mch 228.4 11 Sierra Norte C astillo G. 59 Mch 228.5 390 Sierra Norte Castillo G. 59 Mch 228.6 25 Sierra Norte Castillo G. 59 Mch 228.7 23 Sierra Norte Castillo G. 59 Mch 98.1 12 La Vega Lora del Río 40 Mc1 98.2 130 La Vega Lora del Río 40 Mc1 98.3 630 La Vega Lora del Río 40 Mc 1 98.4 200 La Vega Lora del Río 40 Mc1 98.5 5 La Vega Lora del Río 40 Mc1 98.6 15 La Vega Lora del Río 40 Mc1 98.7 1 La Vega Lora del Río 40 Mc1 174.1 19 La Vega Lora del Río 22 Mc1 174.2 210 La Vega Lora del Río 22 Mc1 174.3 15 La Vega Lora del Río 22 Mc1 174.4 75 La Vega Lora del Río 22 Mc1 174.5 550 La Vega Lora del Río 22 Mc1 174.6 2 La Vega Lora del Río 22 Mc1 174.7 300 La Vega Lora del Río 22 Mc1 178.1 21 La Vega Puebla I. 610 Mc1 178.2 8 La Vega Puebla I. 610 Mc1 178.3 7 La Vega Puebla I. 610 Mc1 178.4 210 La Vega Puebla I. 610 Mc1 178.5 11 La Vega Puebla I. 610 Mc1 178.6 0 La Vega Puebla I. 610 Mc1 178.7 140 La Vega Puebla I. 610 Mc1 198.1 260 La Vega Vva Río y Minas 659 Mc1 Tablas 192 Animal U.I. Comarca Municipio Censo Clima 198.2 220 La Vega Vva Río y Minas 659 Mc1 198.3 7 La Ve ga Vva Río y Minas 659 Mc1 198.4 280 La Vega Vva Rio y Minas 659 Mc1 198.5 270 La Vega Vva Río y Minas 659 Mc1 198.6 7 La Vega Vva Río y Minas 659 Mc1 198.7 7 La Vega Vva Río y Minas 659 Mc1 199.1 18 La Vega Cantillana 1435 Mc1 199.2 14 La Vega Canti llana 1435 Mc1 199.3 11 La Vega Cantillana 1435 Mc1 199.4 45 La Vega Cantillana 1435 Mc1 199.5 520 La Vega Cantillana 1435 Mc1 199.6 8 La Vega Cantillana 1435 Mc1 199.7 16 La Vega Cantillana 1435 Mc1 210.1 130 La Vega Peñaflor 615 Mc1 210.2 190 La V ega Peñaflor 615 Mc1 210.3 230 La Vega Peñaflor 615 Mc1 210.4 470 La Vega Peñaflor 615 Mc1 210.5 27 La Vega Peñaflor 615 Mc1 210.6 410 La Vega Peñaflor 615 Mc1 210.7 19 La Vega Peñaflor 615 Mc1 212.1 50 La Vega Alcolea del Río 41 Mc1 212.2 270 La Ve ga Alcolea del Río 41 Mc1 212.3 180 La Vega Alcolea del Río 41 Mc1 212.4 150 La Vega Alcolea del Río 41 Mc1 212.5 80 La Vega Alcolea del Río 41 Mc1 212.6 110 La Vega Alcolea del Río 41 Mc1 212.7 30 La Vega Alcolea del Río 41 Mc1 5.10 430 Carmona Viso Alcor 200 Mc2 5.2 7 Carmona Viso Alcor 200 Mc2 143.1 0 Utrera Dos Hermanas 240 Mc2 143.2 550 Utrera Dos Hermanas 240 Mc2 143.3 0 Utrera Dos Hermanas 240 Mc2 143.4 690 Utrera Dos Hermanas 240 Mc2 143.5 0 Utrera Dos Hermanas 240 Mc2 143.6 75 Utrera D os Hermanas 240 Mc2 143.7 65 Utrera Dos Hermanas 240 Mc2 213.1 15 Utrera Utrera 2793 Mc1 213.2 85 Utrera Utrera 2793 Mc1 213.3 26 Utrera Utrera 2793 Mc1 213.4 250 Utrera Utrera 2793 Mc1 213.5 4 Utrera Utrera 2793 Mc1 213.6 0 Utrera Utrera 2793 Mc1 213.7 0 Utrera Utrera 2793 Mc1 220.1 0 Utrera Montellano 480 Mc1 220.2 0 Utrera Montellano 480 Mc1 220.3 0 Utrera Montellano 480 Mc1 220.4 410 Utrera Montellano 480 Mc1 Tablas 193 Animal U.I. Comarca Municipio Censo Clima 220.5 0 Utrera Montellano 480 Mc1 220.6 0 Utrera Montellano 480 Mc1 220.7 17 Utr era Montellano 480 Mc1 230.1 9 Utrera Montellano 400 Mc1 230.2 0 Utrera Montellano 400 Mc1 230.3 20 Utrera Montellano 400 Mc1 230.4 380 Utrera Montellano 400 Mc1 230.5 0 Utrera Montellano 400 Mc1 230.6 500 Utrera Montellano 400 Mc1 230.7 20 Utrera M ontellano 400 Mc1 235.1 8 Utrera Morón 999 Mc1 235.13 0 Utrera Morón 999 Mc1 235.12 4 Utrera Morón 999 Mc1 235.4 0 Utrera Morón 999 Mc1 235.5 0 Utrera Morón 999 Mc1 235.6 45 Utrera Morón 999 Mc1 235.10 10 Utrera Morón 999 Mc1 32.21 19 Sierra Sur Pu ebla de C. 500 Mc1 32.22 70 Sierra Sur Puebla de C. 500 Mc1 32.23 12 Sierra Sur Puebla de C. 500 Mc1 32.24 55 Sierra Sur Puebla de C. 500 Mc1 32.25 35 Sierra Sur Puebla de C. 500 Mc1 32.26 170 Sierra Sur Puebla de C. 500 Mc1 32.27 300 Sierra Sur Pueb la de C. 500 Mc1 111.1 360 Sierra Sur Los Corrales 850 Mc2 111.2 170 Sierra Sur Los Corrales 850 Mc2 111.3 2 Sierra Sur Los Corrales 850 Mc2 111.4 35 Sierra Sur Los Corrales 850 Mc2 111.5 0 Sierra Sur Los Corrales 850 Mc2 111.6 0 Sierra Sur Los Corra les 850 Mc2 111.7 0 Sierra Sur Los Corrales 850 Mc2 133.1 370 Sierra Sur Aguadulce 450 Mc2 133.2 85 Sierra Sur Aguadulce 450 Mc2 133.3 120 Sierra Sur Aguadulce 450 Mc2 133.4 11 Sierra Sur Aguadulce 450 Mc2 133.5 100 Sierra Sur Aguadulce 450 Mc2 133. 6 0 Sierra Sur Aguadulce 450 Mc2 133.7 350 Sierra Sur Aguadulce 450 Mc2 139.1 9 Sierra Sur Osuna 52 Mc2 139.2 4 Sierra Sur Osuna 52 Mc2 139.3 15 Sierra Sur Osuna 52 Mc2 139.4 8 Sierra Sur Osuna 52 Mc2 139.5 65 Sierra Sur Osuna 52 Mc2 139.6 0 Sierra Sur Osuna 52 Mc2 139.7 1 Sierra Sur Osuna 52 Mc2 150.1 16 Sierra Sur Estepa 300 Mc2 150.2 8 Sierra Sur Estepa 300 Mc2 Tablas 194 Animal U.I. Comarca Municipio Censo Clima 150.3 13 Sierra Sur Estepa 300 Mc2 150.4 0 Sierra Sur Estepa 300 Mc2 150.5 160 Sierra Sur Estepa 300 Mc2 150.6 0 Sierra Sur Estepa 300 Mc2 150.7 190 Sierra Sur Estepa 300 Mc2 164.1 0 Sierra Sur Pruna 130 Mc1 164.2 25 Sierra Sur Pruna 130 Mc1 164.3 19 Sierra Sur Pruna 130 Mc1 164.4 0 Sierra Sur Pruna 130 Mc1 164.5 30 Sierra Sur Pruna 130 Mc1 164.6 22 Sierra Sur Pruna 130 Mc1 16 4.7 4 Sierra Sur Pruna 130 Mc1 190.1 18 Sierra Sur Vva de S. Juan 141 Mc1 190.2 0 Sierra Sur Vva de S. Juan 141 Mc1 190.3 11 Sierra Sur Vva de S. Juan 141 Mc1 190.4 24 Sierra Sur Vva de S. Juan 141 Mc1 190.5 120 Sierra Sur Vva de S. Juan 141 Mc1 190. 6 370 Sierra Sur Vva de S. Juan 141 Mc1 190.7 490 Sierra Sur Vva de S. Juan 141 Mc1 21.1 720 Las Marismas Las Cabezas 425 Mc1 21.2 1300 Las Marismas Las Cabezas 425 Mc1 21.3 40 Las Marismas Las Cabezas 425 Mc1 21.4 370 Las Marismas Las Cabezas 425 Mc1 21.5 950 Las Marismas Las Cabezas 425 Mc1 21.6 140 Las Marismas Las Cabezas 425 Mc1 21.7 27 Las Marismas Las Cabezas 425 Mc1 36.1 20 Las Marismas Villafranco 350 Mc2 36.2 730 Las Marismas Villafranco 350 Mc2 36.3 1400 Las Marismas Villafranco 350 Mc 2 36.4 0 Las Marismas Villafranco 350 Mc2 36.5 1400 Las Marismas Villafranco 350 Mc2 36.6 250 Las Marismas Villafranco 350 Mc2 36.7 7 Las Marismas Villafranco 350 Mc2 135.1 750 Las Marismas Villafranco 251 Mc2 135.2 280 Las Marismas Villafranco 251 M c2 135.3 390 Las Marismas Villafranco 251 Mc2 135.4 380 Las Marismas Villafranco 251 Mc2 135.5 350 Las Marismas Villafranco 251 Mc2 135.6 1000 Las Marismas Villafranco 251 Mc2 136.7 230 Las Marismas Villafranco 251 Mc2 218.1 170 Las Marismas Aznalcáz ar 260 Mc2 218.2 70 Las Marismas Aznalcázar 260 Mc2 218.3 300 Las Marismas Aznalcázar 260 Mc2 218.4 820 Las Marismas Aznalcázar 260 Mc2 218.5 780 Las Marismas Aznalcázar 260 Mc2 218.6 320 Las Marismas Aznalcázar 260 Mc2 218.7 45 Las Marismas Aznalcáz ar 260 Mc2 Tablas 195 Animal U.I. Comarca Municipio Censo Clima 221.1 0 Las Marismas Aznalcázar 1400 Mc2 221.2 30 Las Marismas Aznalcázar 1400 Mc2 221.3 35 Las Marismas Aznalcázar 1400 Mc2 221.4 21 Las Marismas Aznalcázar 1400 Mc2 221.5 11 Las Marismas Aznalcázar 1400 Mc2 221.6 20 Las Marismas Aznalcáz ar 1400 Mc2 221.7 680 Las Marismas Aznalcázar 1400 Mc2 226.1 310 Las Marismas El Cuervo 55 Mc2 226.2 290 Las Marismas El Cuervo 55 Mc2 226.3 140 Las Marismas El Cuervo 55 Mc2 226.4 280 Las Marismas El Cuervo 55 Mc2 226.5 490 Las Marismas El Cuervo 55 Mc2 226.6 17 Las Marismas El Cuervo 55 Mc2 226.7 28 Las Marismas El Cuervo 55 Mc2 233.1 170 Las Marismas Las Cabezas 400 Mc1 233.2 430 Las Marismas Las Cabezas 400 Mc1 233.3 160 Las Marismas Las Cabezas 400 Mc1 233.4 60 Las Marismas Las Cabezas 400 Mc1 233.5 440 Las Marismas Las Cabezas 400 Mc1 233.6 150 Las Marismas Las Cabezas 400 Mc1 233.7 110 Las Marismas Las Cabezas 400 Mc1 13.1 27 Aljarafe Sanlucar M. 620 Mc1 13.2 290 Aljarafe Sanlucar M. 620 Mc1 13.3 18 Aljarafe Sanlucar M. 620 Mc1 13.4 35 Aljarafe Sanlucar M. 620 Mc1 13.5 310 Aljarafe Sanlucar M. 620 Mc1 13.6 320 Aljarafe Sanlucar M. 620 Mc1 13.7 20 Aljarafe Sanlucar M. 620 Mc1 47.1 45 Aljarafe Santiponce 300 Mc1 47.2 80 Aljarafe Santiponce 300 Mc1 47.3 55 Aljarafe Santiponce 300 Mc1 47.4 420 Aljarafe Santiponce 300 Mc1 47.5 40 Aljarafe Santiponce 300 Mc1 47.6 740 Aljarafe Santiponce 300 Mc1 47.7 65 Aljarafe Santiponce 300 Mc1 217.1 23 Aljarafe Villamanrique 350 Mc1 217.2 45 Aljarafe Villamanrique 350 Mc1 217.3 24 Aljarafe V illamanrique 350 Mc1 217.4 12 Aljarafe Villamanrique 350 Mc1 217.5 26 Aljarafe Villamanrique 350 Mc1 217.6 14 Aljarafe Villamanrique 350 Mc1 217.7 29 Aljarafe Villamanrique 350 Mc1 256.1 25 Aljarafe Salteras 139 Mc1 256.2 35 Aljarafe Salteras 139 Mc1 256.3 200 Aljarafe Salteras 139 Mc1 256.4 11 Aljarafe Salteras 139 Mc1 256.5 24 Aljarafe Salteras 139 Mc1 Tablas 196 Animal U.I. Comarca Municipio Censo Clima 256.6 75 Aljarafe Salteras 139 Mc1 256.7 0 Aljarafe Salteras 139 Mc1 259.1 17 Aljarafe Gerena 10 Mc1 259.2 21 Aljarafe Gerena 10 Mc1 259.3 0 Aljarafe Gerena 10 Mc1 259.4 8 Aljarafe Gerena 10 Mc1 259.5 20 Aljarafe Gerena 10 Mc1 259.6 0 Aljarafe Gerena 10 Mc1 259.7 19 Aljarafe Gerena 10 Mc1 260.1 19 Aljarafe Gerena 109 Mc1 260.2 45 Aljarafe Gerena 109 Mc1 260.3 21 Aljarafe Gerena 109 Mc1 260.4 11 Aljarafe Gerena 109 Mc1 260.5 29 Aljarafe Gerena 109 Mc1 260.6 35 Aljarafe Gerena 109 Mc1 260.7 35 Aljarafe Gerena 109 Mc1 261.1 30 Aljarafe Pajanosas 11 Mc1 261.2 3 Aljarafe Pajanosas 11 Mc1 261.3 13 Aljarafe Pajanosas 11 Mc1 261.4 25 Alja rafe Pajanosas 11 Mc1 261.5 290 Aljarafe Pajanosas 11 Mc1 261.6 0 Aljarafe Pajanosas 11 Mc1 261.7 23 Aljarafe Pajanosas 11 Mc1 12.1 550 Sierra Norte El Ronquillo 1300 Mch 12.2 55 Sierra Norte El Ronquillo 1300 Mch 12.3 27 Sierra Norte El Ronquillo 13 00 Mch 12.4 70 Sierra Norte El Ronquillo 1300 Mch 12.5 160 Sierra Norte El Ronquillo 1300 Mch 12.6 160 Sierra Norte El Ronquillo 1300 Mch 12.7 180 Sierra Norte El Ronquillo 1300 Mch 186.1 21 La Vega Puebla I. 247 Mc1 186.2 13 La Vega Puebla I. 247 Mc 1 186.3 30 La Vega Puebla I. 247 Mc1 186.4 5 La Vega Puebla I. 247 Mc1 186.5 8 La Vega Puebla I. 247 Mc1 186.6 50 La Vega Puebla I. 247 Mc1 186.7 16 La Vega Puebla I. 247 Mc1 223.1 370 Carmona Carmona 269 Mc2 223.2 65 Carmona Carmona 269 Mc2 223.3 410 Carmona Carmona 269 Mc2 223.4 700 Carmona Carmona 269 Mc2 223.5 80 Carmona Carmona 269 Mc2 223.6 200 Carmona Carmona 269 Mc2 223.7 70 Carmona Carmona 269 Mc2 171.1 35 Écija Écija 57 Mc2 171.2 11 Écija Écija 57 Mc2 171.3 40 Écija Écija 57 Mc2 Tablas 197 Animal U.I. Comarca Municipio Censo Clima 17 1.4 6 Écija Écija 57 Mc2 171.5 6 Écija Écija 57 Mc2 171.6 30 Écija Écija 57 Mc2 171.7 13 Écija Écija 57 Mc2 38.1 26 Utrera Morón 95 Mc1 38.2 45 Utrera Morón 95 Mc1 38.3 14 Utrera Morón 95 Mc1 38.4 40 Utrera Morón 95 Mc1 38.5 65 Utrera Morón 95 Mc1 38.6 45 Utrera Morón 95 Mc1 38.7 35 Utrera Morón 95 Mc1 161.1 10 Sierra Sur Algámitas 60 Mc1 161.2 910 Sierra Sur Algámitas 60 Mc1 161.3 45 Sierra Sur Algámitas 60 Mc1 161.4 55 Sierra Sur Algámitas 60 Mc1 161.5 270 Sierra Sur Algámitas 60 Mc1 161.6 14 Sierra Sur Algámitas 60 Mc1 161.7 40 Sierra Sur Algámitas 60 Mc1 35.1 340 Las Marismas Aznalcázar 245 Mc2 35.2 200 Las Marismas Aznalcázar 245 Mc2 35.3 80 Las Marismas Aznalcázar 245 Mc2 35.4 50 Las Marismas Aznalcázar 245 Mc2 35.5 490 Las Marism as Aznalcázar 245 Mc2 35.6 310 Las Marismas Aznalcázar 245 Mc2 35.7 210 Las Marismas Aznalcázar 245 Mc2 229.1 70 Sierra Norte El Madroño 50 Mch 229.2 340 Sierra Norte El Madroño 50 Mch 229.3 190 Sierra Norte El Madroño 50 Mch 229.4 60 Sierra Norte El Madroño 50 Mch 229.5 420 Sierra Norte El Madroño 50 Mch 229.6 220 Sierra Norte El Madroño 50 Mch 229.7 290 Sierra Norte El Madroño 50 Mch 200.1 430 La Vega Peñaflor 275 Mc1 200.2 660 La Vega Peñaflor 275 Mc1 200.3 20 La Vega Peñaflor 275 Mc1 200.4 35 La Vega Peñaflor 275 Mc1 200.5 130 La Vega Peñaflor 275 Mc1 200.6 160 La Vega Peñaflor 275 Mc1 200.7 630 La Vega Peñaflor 275 Mc1 240.1 2800 Carmona Alcalá G. 500 Mc2 240.2 3300 Carmona Alcalá G. 500 Mc2 240.3 190 Carmona Alcalá G. 500 Mc2 240.4 650 Carmona Alcalá G. 500 Mc2 240.5 850 Carmona Alcalá G. 500 Mc2 240.6 2500 Carmona Alcalá G. 500 Mc2 240.7 630 Carmona Alcalá G. 500 Mc2 188.1 170 Écija Marinaleda 22 Mc2 Tablas 198 Animal U.I. Comarca Municipio Censo Clima 188.2 30 Écija Marinaleda 22 Mc2 188.3 50 Écija Marinaleda 22 Mc2 188.4 19 É cija Marinaleda 22 Mc2 188.5 13 Écija Marinaleda 22 Mc2 188.6 120 Écija Marinaleda 22 Mc2 188.7 880 Écija Marinaleda 22 Mc2 204.1 200 Utrera Los Palacios 50 Mc2 204.2 1300 Utrera Los Palacios 50 Mc2 204.3 430 Utrera Los Palacios 50 Mc2 204.4 1300 Ut rera Los Palacios 50 Mc2 204.5 2500 Utrera Los Palacios 50 Mc2 204.6 740 Utrera Los Palacios 50 Mc2 204.7 1300 Utrera Los Palacios 50 Mc2 162.1 13 Sierra Sur Los Corrales 254 Mc1 162.2 6 Sierra Sur Los Corrales 254 Mc1 162.3 3 Sierra Sur Los Corrales 254 Mc1 162.4 4 Sierra Sur Los Corrales 254 Mc1 162.5 7 Sierra Sur Los Corrales 254 Mc1 162.6 45 Sierra Sur Los Corrales 254 Mc1 162.7 40 Sierra Sur Los Corrales 254 Mc1 222.1 780 Las Marismas Las Cabezas 390 Mc1 222.2 200 Las Marismas Las Cabezas 3 90 Mc1 222.3 21 Las Marismas Las Cabezas 390 Mc1 222.4 430 Las Marismas Las Cabezas 390 Mc1 222.5 360 Las Marismas Las Cabezas 390 Mc1 222.6 60 Las Marismas Las Cabezas 390 Mc1 222.7 30 Las Marismas Las Cabezas 390 Mc1 268.1 35 Aljarafe Sanlucar M. 1 29 Mc1 268.2 7 Aljarafe Sanlucar M. 129 Mc1 268.3 0 Aljarafe Sanlucar M. 129 Mc1 268.4 26 Aljarafe Sanlucar M. 129 Mc1 268.5 35 Aljarafe Sanlucar M. 129 Mc1 268.6 40 Aljarafe Sanlucar M. 129 Mc1 268.7 24 Aljarafe Sanlucar M. 129 Mc1 272.1 1300 Aljar afe Huévar 120 Mc1 272.2 220 Aljarafe Huévar 120 Mc1 272.3 750 Aljarafe Huévar 120 Mc1 272.4 590 Aljarafe Huévar 120 Mc1 272.5 860 Aljarafe Huévar 120 Mc1 272.6 1300 Aljarafe Huévar 120 Mc1 272.7 0 Aljarafe Huévar 120 Mc1 Tablas 199 TABLA II RESULTADOS DE LA ENCUESTA EN OVINOS Animal U.I. Explotación Gatos Abortos Celos de repetición Brucelosis 12.1 550 extensiva no no no no 12.2 55 extensiva no no no no 12.3 27 extensiva no no no no 12.4 70 extensiva no no no no 12.5 160 extensiva no no no no 12.6 16 0 extensiva no no no no 12.7 180 extensiva no no no no 13.1 27 extensiva no no no no 13.2 290 extensiva no no no no 13.3 18 extensiva no no no no 13.4 35 extensiva no no no no 13.5 310 extensiva no no no no 13.6 320 extensiva no no no no 13.7 20 ex tensiva no no no no 32.21 19 extensiva no no no no 32.22 70 extensiva no no no no 32.23 12 extensiva no no no no 32.24 55 extensiva no no no no 32.25 35 extensiva no no no no 32.26 170 extensiva no no no no 32.27 300 extensiva no no no no 77.1 7 ex tensiva sí no no no 77.2 150 extensiva sí no no no 77.3 75 extensiva sí no no no 77.4 15 extensiva sí no no no 77.5 3 extensiva sí no no no 77.6 2 extensiva sí no no no 77.7 6 extensiva sí no no no 98.1 12 intensiva no no no no 98.2 130 intensiva n o no no no 98.3 630 intensiva no no no no 98.4 200 intensiva no no no no 98.5 5 intensiva no no no no 98.6 15 intensiva no no no no 98.7 1 intensiva no no no no 111.1 360 extensiva sí sí sí no 111.2 170 extensiva sí sí sí no 111.3 2 extensiva sí sí sí no 111.4 35 extensiva sí sí sí no 111.5 0 extensiva sí sí sí no 111.6 0 extensiva sí sí sí no 111.7 0 extensiva sí sí sí no Tablas 200 Animal U.I. Explotación Gatos Abortos Celos de repetición Brucelosis 119.1 4 extensiva sí no no no 119.2 30 extensiva sí no no no 119.3 29 extensiva sí no no no 119.4 0 extensiva sí no no n o 119.5 50 extensiva sí no no no 119.6 18 extensiva sí no no no 119.7 470 extensiva sí no no no 133.1 370 semiextensiva sí no no sabe sí 133.2 85 semiextensiva sí no no sabe sí 133.3 120 semiextensiva sí no no sabe sí 133.4 11 semiextensiva sí no no sabe sí 133.5 100 semiextensiva sí no no sabe sí 133.6 0 semiextensiva sí no no sabe sí 133.7 350 semiextensiva sí no no sabe sí 135.1 750 semiextensivo no sí sí no 135.2 280 semiextensivo no sí sí no 135.3 390 semiextensivo no sí sí no 135.4 380 s emiextensivo no sí sí no 135.5 350 semiextensivo no sí sí no 135.6 1000 semiextensivo no sí sí no 136.7 230 semiextensivo no sí sí no 139.1 9 extensiva sí sí sí sí 139.2 4 extensiva sí sí sí sí 139.3 15 extensiva sí sí sí sí 139.4 8 extensiva sí sí sí sí 139.5 65 extensiva sí sí sí sí 139.6 0 extensiva sí sí sí sí 139.7 1 extensiva sí sí sí sí 143.1 0 semiextensiva sí no no no 143.2 550 semiextensiva sí no no no 143.3 0 semiextensiva sí no no no 143.4 690 semiextensiva sí no no no 143.5 0 sem iextensiva sí no no no 143.6 75 semiextensiva sí no no no 143.7 65 semiextensiva sí no no no 164.1 0 extensiva no no no no 164.2 25 extensiva no no no no 164.3 19 extensiva no no no no 164.4 0 extensiva no no no no 164.5 30 extensiva no no no no 16 4.6 22 extensiva no no no no 164.7 4 extensiva no no no no 174.1 19 intensiva sí no no no 174.2 210 intensiva sí no no no 174.3 15 intensiva sí no no no 174.4 75 intensiva sí no no no 174.5 550 intensiva sí no no no Tablas 201 Animal U.I. Explotación Gatos Abortos Celos de repetición Brucelosis 174.6 2 intensiva sí no no no 17 4.7 300 intensiva sí no no no 178.1 21 extensiva no no no sí 178.2 8 extensiva no no no sí 178.3 7 extensiva no no no sí 178.4 210 extensiva no no no sí 178.5 11 extensiva no no no sí 178.6 0 extensiva no no no sí 178.7 140 extensiva no no no sí 18 6.1 21 extensiva no no no no 186.2 13 extensiva no no no no 186.3 30 extensiva no no no no 186.4 5 extensiva no no no no 186.5 8 extensiva no no no no 186.6 50 extensiva no no no no 186.7 16 extensiva no no no no 190.1 18 extensiva no sí no sabe no 190.2 0 extensiva no sí no sabe no 190.3 11 extensiva no sí no sabe no 190.4 24 extensiva no sí no sabe no 190.5 120 extensiva no sí no sabe no 190.6 370 extensiva no sí no sabe no 190.7 490 extensiva no sí no sabe no 198.1 260 extensiva sí no no no 198.2 220 extensiva sí no no no 198.3 7 extensiva sí no no no 198.4 280 extensiva sí no no no 198.5 270 extensiva sí no no no 198.6 7 extensiva sí no no no 198.7 7 extensiva sí no no no 199.1 18 extensiva sí sí sí no 199.2 14 extensiva sí sí sí no 199.3 11 extensiva sí sí sí no 199.4 45 extensiva sí sí sí no 199.5 520 extensiva sí sí sí no 199.6 8 extensiva sí sí sí no 199.7 16 extensiva sí sí sí no 210.1 130 extensiva silvestre s no no no 210.2 190 extensiva silvestre s no no no 210.3 230 ex tensiva silvestre s no no no 210.4 470 extensiva silvestre s no no no 210.5 27 extensiva silvestre s no no no 210.6 410 extensiva silvestre s no no no 210.7 19 extensiva silvestre s no no no 212.1 50 extensiva no - - - 212.2 270 extensiva no - - - 212.3 180 extensiva no - - - Tablas 202 Animal U.I. Explotación Gatos Abortos Celos de repetición Brucelosis 212.4 150 extensiva no - - - 212.5 80 extensiva no - - - 212.6 110 extensiva no - - - 212.7 30 extensiva no - - - 217.1 23 extensiva no no no no 217.2 45 extensiva no no no no 217.3 24 extensiva no no no no 217.4 12 extensiva no no no no 217.5 26 extensiva no no no no 217.6 14 extensiva no no no no 217.7 29 extensiva no no no no 220.1 0 extensiva sí no no no 220.2 0 extensiva sí no no no 220.3 0 extensiva sí no no no 220.4 410 extensiva sí no no no 220.5 0 extensiva sí no no no 220.6 0 extensiva sí no no no 220.7 17 extensiva sí no no no 221.1 0 extensiva no no no no 221.2 30 extensiva no no no no 221.3 35 extensiva no no no no 221.4 21 extensiva no no no no 221.5 11 extensiva no no no no 221.6 20 extensiva no n o no no 221.7 680 extensiva no no no no 230.1 9 intensiva no no no sí 230.2 0 intensiva no no no sí 230.3 20 intensiva no no no sí 230.4 380 intensiva no no no sí 230.5 0 intensiva no no no sí 230.6 500 intensiva no no no sí 230.7 20 intensiva no n o no sí 256.1 25 semiextensiva no no no no 256.2 35 semiextensiva no no no no 256.3 200 semiextensiva no no no no 256.4 11 semiextensiva no no no no 256.5 24 semiextensiva no no no no 256.6 75 semiextensiva no no no no 256.7 0 semiextensiva no no no no 260.1 19 extensiva no sí no no 260.2 45 extensiva no sí no no 260.3 21 extensiva no sí no no 260.4 11 extensiva no sí no no 260.5 29 extensiva no sí no no 260.6 35 extensiva no sí no no 260.7 35 extensiva no sí no no 261.1 30 extensiva no no no no Tablas 203 Animal U.I. Explotación Gatos Abortos Celos de repetición Brucelosis 261.2 3 extensiva no no no no 261.3 13 extensiva no no no no 261.4 25 extensiva no no no no 261.5 290 extensiva no no no no 261.6 0 extensiva no no no no 261.7 23 extensiva no no no no TABLA III SEROPREVALENCIA EN OVINOS Seronegativos Sero positivos Total Frecuencia 255 249 504 Porcentaje 50.6% 49.4% 100% TABLA IV RANGO DE POSITIVIDAD EN OVINOS Seronegativos Seropositivos Pat. latente Seropositivos Seropositivos Pat. clínica Total Frecuencia 255 102 133 14 504 Porcentaje 50.6% 2 0.2% 26.4% 2.8% 100% Tablas 204 TABLA Va SEROPREVALENCIA EN OVINOS SEGÚN COMARCAS GANADERAS Comarca Seronegativos Seropositivos Sierra Norte Frecuencia Porcentaje 42 66.7% 21 33.3% La Vega Frecuencia Porcentaje 34 54% 29 46% Carmona Frecuencia Procentaje 11 17.5% 52 82.5% Utrera Frecuencia Porcentaje 34 54% 29 46% Écija Frecuencia Porcentaje 28 44.4% 35 55.6% Sierra Sur Frecuencia Porcentaje 43 68.3% 20 31.7% Aljarafe Frecuencia Porcentaje 46 73% 17 27% Las Marismas Frecuencia Porcentaje 17 27% 46 73% Total Frecuencia Porcentaje 249 49.4% 255 50.6% Tablas 205 TABLA Vb SEROPREVALENCIA EN OVINOS SEGÚN COMARCAS GEOGRÁFICAS Comarca Seronegativos Seropositivos Sierra Norte Frecuencia Porcentaje 42 66.7% 21 33.3% La Vega Frecuencia Porcentaje 34 54% 2 9 46% La Campiña Frecuencia Porcentaje 73 38.6% 116 61.4% Sierra Sur Frecuencia Porcentaje 43 68.3% 20 31.7% Aljarafe Frecuencia Porcentaje 46 73% 17 27% Las Marismas Frecuencia Porcentaje 17 27% 46 73% Total Frecuencia Porcentaje 249 49.4% 255 50.6% Tablas 206 TABLA VI SEROPREVALENCIA EN OVINOS SEGÚN EL CLIMA Clima Seronegativos Seropositivos Total Med. Cont Húmedo Frecuencia Porcentaje 42 66.7% 21 33.3% 63 100% Med. Cont. Tipo I Frecuencia Porcentaje 138 63.6% 79 36.4% 217 100% Med. Cont. Tipo II Fre cuencia Porcentaje 75 33.5% 149 66.5% 224 100% Total Frecuencia Porcentaje 255 50.6% 249 49.4% 504 100% Tablas 207 TABLA VII SEROPREVALENCIA EN OVINOS SEGÚN CENSO EXPLOTACIÓN Censo explotación Seronegativos Seropositivos Total <100 Frecuencia Porcen taje 56 57.1% 42 42.9% 98 100% 100 - 500 Frecuencia Porcentaje 135 47% 152 53% 287 100% 500 - 1000 Frecuencia Porcentaje 45 53.6% 39 46.4% 119 100% >1000 Frecuencia Porcentaje 19 54.3% 16 45.7% 35 100% Total Frecuencia Porcentaje 255 50.6% 249 49.4% 504 10 0% Tablas 208 TABLA VIII SEROPREVALENCIA EN OVINOS SEGÚN TIPO DE EXPLOTACIÓN Tipo de Ganaderías Seronegativos Seropositivos Total Intensiva Frecuencia Porcentaje 12 57.1% 9 42.9% 21 100% Extensiva Frecuencia Porcentaje 98 70% 42 30% 140 100% Semiextensiva Frecu encia Porcentaje 10 35.7% 18 64.3% 28 100% Total Frecuencia Porcentaje 120 63.5% 69 36.5% 189 100% TABLA IX SEROPREVALENCIA EN OVINOS SEGÚN LA PRESENCIA DE GATOS Presencia de gatos Seronegativos Seropositivos Total NO Frecuencia Porcentaje 73 65.2% 39 34.8% 112 100% SI Frecuencia Porcentaje 47 61% 30 39% 77 100% Total Frecuencia Porcentaje 120 63.5% 69 36.5% 189 100% Tablas 209 TABLA X SEROPREVALENCIA EN OVINOS SEGÚN LA EXISTENCIA DE ABORTOS Existencia de abortos Seronegativos Seropositivos Total Con abortos Frecuencia Porcentaje 88 66,2% 45 33,8% 133 100% Sin abortos Frecuencia Porcentaje 28 66,7% 14 33,3% 42 100% Total Frecuencia Porcentaje 116 66,3% 59 33,7% 175 100% Tablas 210 TABLA XI RESULTADOS DE BOVINOS EXPRESADOS EN U.I./ML Animal U. I. Comarca Municipio Censo Aptitud Clima 72.1 65 Sierra Norte Castillo G. 60 lidia Mch 72.2 170 Sierra Norte Castillo G. 60 lidia Mch 72.3 150 Sierra Norte Castillo G. 60 lidia Mch 72 .4 180 Sierra Norte Castillo G. 60 lidia Mch 72.5 160 Sierra Norte Castillo G. 60 lidia Mch 72.6 140 Sierra Norte Castillo G. 60 lidia Mch 72.7 130 Sierra Norte Castillo G. 60 lidia Mch 81.1 85 Sierra Norte Castillo G. 200 lidia Mch 81.2 110 Sierra No rte Castillo G. 200 lidia Mch 81.3 240 Sierra Norte Castillo G. 200 lidia Mch 81.4 200 Sierra Norte Castillo G. 200 lidia Mch 81.5 50 Sierra Norte Castillo G. 200 lidia Mch 81.6 120 Sierra Norte Castillo G. 200 lidia Mch 81.7 55 Sierra Norte Castillo G. 200 lidia Mch 85.1 160 Sierra Norte Alanís 20 carne Mch 85.2 180 Sierra Norte Alanís 20 carne Mch 85.3 160 Sierra Norte Alanís 20 carne Mch 85.4 220 Sierra Norte Alanís 20 carne Mch 85.5 380 Sierra Norte Alanís 20 carne Mch 85.6 210 Sierra Norte A lanís 20 carne Mch 85.7 710 Sierra Norte Alanís 20 carne Mch 92.1 95 Sierra Norte Cazalla 79 carne Mch 92.2 95 Sierra Norte Cazalla 79 carne Mch 92.3 260 Sierra Norte Cazalla 79 carne Mch 92.4 190 Sierra Norte Cazalla 79 carne Mch 92.6 110 Sierra Nor te Cazalla 79 carne Mch 92.7 60 Sierra Norte Cazalla 79 carne Mch 93.1 140 Sierra Norte Constantina 384 lidia Mch 93.2 35 Sierra Norte Constantina 384 lidia Mch 93.3 70 Sierra Norte Constantina 384 lidia Mch 93.4 55 Sierra Norte Constantina 384 lidia Mch 93.5 120 Sierra Norte Constantina 384 lidia Mch 93.6 95 Sierra Norte Constantina 384 lidia Mch 93.7 80 Sierra Norte Constantina 384 lidia Mch 134.1 190 Sierra Norte Navas C. 126 carne Mch 134.2 240 Sierra Norte Navas C. 126 carne Mch 134.3 130 Si erra Norte Navas C. 126 carne Mch 134.4 80 Sierra Norte Navas C. 126 carne Mch 134.5 150 Sierra Norte Navas C. 126 carne Mch 134.6 0 Sierra Norte Navas C. 126 carne Mch 134.7 65 Sierra Norte Navas C. 126 carne Mch 148.1 40 Sierra Norte Castilblanco 11 carne Mch Tablas 211 Animal U. I. Comarca Municipio Censo Aptitud Clima 148.2 200 Sierra Norte Castilblanco 11 carne Mch 148.3 600 Sierra Norte Castilblanco 11 carne Mch 148.4 22 Sierra Norte Castilblanco 11 carne Mch 148.5 11 Sierra Norte Castilblanco 11 carne Mch 148.6 170 Sierra Norte Castilblanco 11 carne M ch 148.7 200 Sierra Norte Castilblanco 11 carne Mch 50.1 95 La Vega Guillena 125 carne Mc1 50.2 170 La Vega Guillena 125 carne Mc1 50.3 500 La Vega Guillena 125 carne Mc1 50.4 290 La Vega Guillena 125 carne Mc1 50.5 180 La Vega Guillena 125 carne Mc1 50.6 180 La Vega Guillena 125 carne Mc1 50.7 120 La Vega Guillena 125 carne Mc1 53.1 140 La Vega Tocina 85 leche Mc1 53.2 100 La Vega Tocina 85 leche Mc1 53.3 120 La Vega Tocina 85 leche Mc1 53.4 90 La Vega Tocina 85 leche Mc1 53.5 95 La Vega Tocin a 85 leche Mc1 53.6 100 La Vega Tocina 85 leche Mc1 53.7 35 La Vega Tocina 85 leche Mc1 60.1 28 La Vega Puebla I. 263 carne Mc1 60.2 200 La Vega Puebla I. 263 carne Mc1 60.3 180 La Vega Puebla I. 263 carne Mc1 60.4 150 La Vega Puebla I. 263 carne Mc1 60.5 130 La Vega Puebla I. 263 carne Mc1 60.6 110 La Vega Puebla I. 263 carne Mc1 94.1 230 La Vega Lora del Río 48 carne Mch 94.2 50 La Vega Lora del Río 48 carne Mch 94.3 90 La Vega Lora del Río 48 carne Mch 94.4 65 La Vega Lora del Río 48 carne Mc h 94.5 70 La Vega Lora del Río 48 carne Mch 94.6 45 La Vega Lora del Río 48 carne Mch 94.7 40 La Vega Lora del Río 48 carne Mch 183.1 60 La Vega Peñaflor 258 carne Mc1 183.2 85 La Vega Peñaflor 258 carne Mc1 183.3 370 La Vega Peñaflor 258 carne Mc1 183.4 120 La Vega Peñaflor 258 carne Mc1 183.5 520 La Vega Peñaflor 258 carne Mc1 183.6 85 La Vega Peñaflor 258 carne Mc1 183.7 27 La Vega Peñaflor 258 carne Mc1 185.1 210 La Vega Brenes 187 leche Mc1 185.2 280 La Vega Brenes 187 leche Mc1 185.3 170 La Vega Brenes 187 leche Mc1 185.4 210 La Vega Brenes 187 leche Mc1 185.5 95 La Vega Brenes 187 leche Mc1 185.6 160 La Vega Brenes 187 leche Mc1 Tablas 212 Animal U. I. Comarca Municipio Censo Aptitud Clima 185.7 110 La Vega Brenes 187 leche Mc1 197.1 180 La Vega Vva Río y Minas 71 carne Mc1 197.2 200 La Vega V va Río y Minas 71 carne Mc1 197.3 280 La Vega Vva Río y Minas 71 carne Mc1 197.4 180 La Vega Vva Río y Minas 71 carne Mc1 197.5 280 La Vega Vva Río y Minas 71 carne Mc1 197.6 240 La Vega Vva Río y Minas 71 carne Mc1 197.7 380 La Vega Vva Río y Minas 7 1 carne Mc1 51.1 230 Carmona Alcalá G. 194 leche Mc2 51.2 140 Carmona Alcalá G. 194 leche Mc2 51.3 340 Carmona Alcalá G. 194 leche Mc2 51.4 110 Carmona Alcalá G. 194 leche Mc2 51.5 130 Carmona Alcalá G. 194 leche Mc2 51.6 85 Carmona Alcalá G. 194 lec he Mc2 51.7 120 Carmona Alcalá G. 194 leche Mc2 55.1 30 Carmona Fuentes A. 150 leche Mc2 55.2 120 Carmona Fuentes A. 150 leche Mc2 55.3 95 Carmona Fuentes A. 150 leche Mc2 55.4 270 Carmona Fuentes A. 150 leche Mc2 55.5 90 Carmona Fuentes A. 150 leche Mc2 55.6 160 Carmona Fuentes A. 150 leche Mc2 55.7 90 Carmona Fuentes A. 150 leche Mc2 56.1 160 Carmona Marchena 31 carne Mc2 56.2 21 Carmona Marchena 31 carne Mc2 56.3 140 Carmona Marchena 31 carne Mc2 56.4 70 Carmona Marchena 31 carne Mc2 56.5 12 0 Carmona Marchena 31 carne Mc2 56.6 27 Carmona Marchena 31 carne Mc2 56.7 210 Carmona Marchena 31 carne Mc2 65.1 130 Carmona Carmona 110 leche Mc2 65.2 130 Carmona Carmona 110 leche Mc2 65.3 180 Carmona Carmona 110 leche Mc2 65.4 110 Carmona Carmona 110 leche Mc2 65.5 170 Carmona Carmona 110 leche Mc2 65.6 120 Carmona Carmona 110 leche Mc2 65.7 130 Carmona Carmona 110 leche Mc2 88.1 60 Carmona Paradas 140 leche Mc2 88.2 110 Carmona Paradas 140 leche Mc2 88.3 55 Carmona Paradas 140 leche Mc2 88 .4 70 Carmona Paradas 140 leche Mc2 88.5 120 Carmona Paradas 140 leche Mc2 88.6 100 Carmona Paradas 140 leche Mc2 88.7 190 Carmona Paradas 140 leche Mc2 96.1 60 Carmona Carmona 68 leche Mc2 96.2 23 Carmona Carmona 68 leche Mc2 96.3 55 Carmona Carmona 68 leche Mc2 96.4 100 Carmona Carmona 68 leche Mc2 Tablas 213 Animal U. I. Comarca Municipio Censo Aptitud Clima 96.5 11 Carmona Carmona 68 leche Mc2 96.6 150 Carmona Carmona 68 leche Mc2 96.7 85 Carmona Carmona 68 leche Mc2 147.1 20 Carmona Marchena 96 leche Mc2 147.2 80 Carmona Marchena 96 leche Mc2 147.3 6 5 Carmona Marchena 96 leche Mc2 147.4 130 Carmona Marchena 96 leche Mc2 147.5 85 Carmona Marchena 96 leche Mc2 147.6 140 Carmona Marchena 96 leche Mc2 147.7 17 Carmona Marchena 96 leche Mc2 27.1 100 Écija Écija 43 leche Mc2 27.2 85 Écija Écija 43 lec he Mc2 27.3 110 Écija Écija 43 leche Mc2 27.4 310 Écija Écija 43 leche Mc2 27.5 270 Écija Écija 43 leche Mc2 27.6 140 Écija Écija 43 leche Mc2 27.7 170 Écija Écija 43 leche Mc2 39.1 95 Écija Marinaleda 83 leche Mc2 39.2 120 Écija Marinaleda 83 leche Mc2 39.3 60 Écija Marinaleda 83 leche Mc2 39.4 100 Écija Marinaleda 83 leche Mc2 39.5 85 Écija Marinaleda 83 leche Mc2 39.6 0 Écija Marinaleda 83 leche Mc2 39.7 90 Écija Marinaleda 83 leche Mc2 57.1 50 Écija Écija 42 leche Mc2 57.2 45 Écija Écija 4 2 leche Mc2 57.3 65 Écija Écija 42 leche Mc2 57.4 35 Écija Écija 42 leche Mc2 57.5 100 Écija Écija 42 leche Mc2 57.6 14 Écija Écija 42 leche Mc2 57.7 45 Écija Écija 42 leche Mc2 58.1 130 Écija Écija 36 leche Mc2 58.2 130 Écija Écija 36 leche Mc2 58 .3 29 Écija Écija 36 leche Mc2 58.4 160 Écija Écija 36 leche Mc2 58.5 110 Écija Écija 36 leche Mc2 58.6 85 Écija Écija 36 leche Mc2 58.7 110 Écija Écija 36 leche Mc2 95.1 90 Écija Écija 22 leche Mc2 95.2 28 Écija Écija 22 leche Mc2 95.3 120 Écija Éc ija 22 leche Mc2 95.4 70 Écija Écija 22 leche Mc2 95.5 26 Écija Écija 22 leche Mc2 95.6 70 Écija Écija 22 leche Mc2 95.7 50 Écija Écija 22 leche Mc2 232.1 75 Écija Écija 32 leche Mc2 232.2 110 Écija Écija 32 leche Mc2 Tablas 214 Animal U. I. Comarca Municipio Censo Aptitud Clima 232.3 95 Écija Écija 32 leche M c2 232.4 85 Écija Écija 32 leche Mc2 232.5 110 Écija Écija 32 leche Mc2 232.6 140 Écija Écija 32 leche Mc2 232.7 85 Écija Écija 32 leche Mc2 237.1 19 Écija Écija 40 leche Mc2 237.2 120 Écija Écija 40 leche Mc2 237.3 90 Écija Écija 40 leche Mc2 237. 4 180 Écija Écija 40 leche Mc2 237.5 70 Écija Écija 40 leche Mc2 237.6 75 Écija Écija 40 leche Mc2 237.7 140 Écija Écija 40 leche Mc2 49.1 95 Utrera Dos Hermanas 42 leche Mc2 49.2 90 Utrera Dos Hermanas 42 leche Mc2 49.3 23 Utrera Dos Hermanas 42 lec he Mc2 49.4 110 Utrera Dos Hermanas 42 leche Mc2 49.5 50 Utrera Dos Hermanas 42 leche Mc2 49.6 29 Utrera Dos Hermanas 42 leche Mc2 49.7 130 Utrera Dos Hermanas 42 leche Mc2 61.1 55 Utrera Los Palacios 93 leche Mc2 61.2 150 Utrera Los Palacios 93 lech e Mc2 61.3 140 Utrera Los Palacios 93 leche Mc2 61.4 90 Utrera Los Palacios 93 leche Mc2 61.5 40 Utrera Los Palacios 93 leche Mc2 61.6 100 Utrera Los Palacios 93 leche Mc2 61.7 200 Utrera Los Palacios 93 leche Mc2 67.1 40 Utrera Utrera 7 leche Mc1 6 7.2 120 Utrera Utrera 7 leche Mc1 67.3 3 Utrera Utrera 7 leche Mc1 67.4 120 Utrera Utrera 7 leche Mc1 67.5 8 Utrera Utrera 7 leche Mc1 67.6 27 Utrera Utrera 7 leche Mc1 67.7 0 Utrera Utrera 7 leche Mc1 69.1 75 Utrera Sevilla 170 leche Mc2 69.2 70 Ut rera Sevilla 170 leche Mc2 69.3 140 Utrera Sevilla 170 leche Mc2 69.4 130 Utrera Sevilla 170 leche Mc2 69.5 110 Utrera Sevilla 170 leche Mc2 69.6 80 Utrera Sevilla 170 leche Mc2 69.7 160 Utrera Sevilla 170 leche Mc2 82.1 120 Utrera Coripe 15 carne Mc 1 82.2 90 Utrera Coripe 15 carne Mc1 82.3 150 Utrera Coripe 15 carne Mc1 82.4 160 Utrera Coripe 15 carne Mc1 82.5 100 Utrera Coripe 15 carne Mc1 82.6 130 Utrera Coripe 15 carne Mc1 82.7 110 Utrera Coripe 15 carne Mc1 Tablas 215 Animal U. I. Comarca Municipio Censo Aptitud Clima 141.1 80 Utrera Montellano 172 l idia Mc1 141.2 160 Utrera Montellano 172 lidia Mc1 141.3 40 Utrera Montellano 172 lidia Mc1 141.4 65 Utrera Montellano 172 lidia Mc1 141.5 65 Utrera Montellano 172 lidia Mc1 141.6 60 Utrera Montellano 172 lidia Mc1 141.7 19 Utrera Montellano 172 lidi a Mc1 206.1 100 Utrera Los Molares 28 leche Mc1 206.2 100 Utrera Los Molares 28 leche Mc1 206.3 15 Utrera Los Molares 28 leche Mc1 206.4 40 Utrera Los Molares 28 leche Mc1 206.5 60 Utrera Los Molares 28 leche Mc1 206.6 140 Utrera Los Molares 28 leche Mc1 206.7 95 Utrera Los Molares 28 leche Mc1 149.1 1 Sierra Sur Badalatosa 240 leche Mc2 149.2 70 Sierra Sur Badalatosa 240 leche Mc2 149.3 50 Sierra Sur Badalatosa 240 leche Mc2 149.4 50 Sierra Sur Badalatosa 240 leche Mc2 149.5 60 Sierra Sur Badal atosa 240 leche Mc2 149.6 120 Sierra Sur Badalatosa 240 leche Mc2 149.7 85 Sierra Sur Badalatosa 240 leche Mc2 152.1 21 Sierra Sur Aguadulce 58 leche Mc2 152.2 35 Sierra Sur Aguadulce 58 leche Mc2 152.4 50 Sierra Sur Aguadulce 58 leche Mc2 152.5 23 S ierra Sur Aguadulce 58 leche Mc2 152.6 65 Sierra Sur Aguadulce 58 leche Mc2 152.7 26 Sierra Sur Aguadulce 58 leche Mc2 154.1 90 Sierra Sur Pedrera 48 leche Mc2 154.2 11 Sierra Sur Pedrera 48 leche Mc2 154.3 95 Sierra Sur Pedrera 48 leche Mc2 154.4 55 Sierra Sur Pedrera 48 leche Mc2 154.5 220 Sierra Sur Pedrera 48 leche Mc2 154.6 60 Sierra Sur Pedrera 48 leche Mc2 154.7 85 Sierra Sur Pedrera 48 leche Mc2 157.1 40 Sierra Sur Osuna 96 leche Mc2 157.2 170 Sierra Sur Osuna 96 leche Mc2 157.3 95 Sierr a Sur Osuna 96 leche Mc2 157.4 75 Sierra Sur Osuna 96 leche Mc2 157.5 95 Sierra Sur Osuna 96 leche Mc2 157.6 90 Sierra Sur Osuna 96 leche Mc2 157.7 110 Sierra Sur Osuna 96 leche Mc2 158.1 120 Sierra Sur Osuna 85 leche Mc2 158.2 50 Sierra Sur Osuna 85 leche Mc2 158.3 80 Sierra Sur Osuna 85 leche Mc2 158.4 100 Sierra Sur Osuna 85 leche Mc2 158.5 35 Sierra Sur Osuna 85 leche Mc2 158.6 65 Sierra Sur Osuna 85 leche Mc2 Tablas 216 Animal U. I. Comarca Municipio Censo Aptitud Clima 158.7 8 Sierra Sur Osuna 85 leche Mc2 169.1 2 Sierra Sur Los Corrales 12 - Mc1 16 9.2 14 Sierra Sur Los Corrales 12 - Mc1 169.3 15 Sierra Sur Los Corrales 12 - Mc1 169.4 55 Sierra Sur Los Corrales 12 - Mc1 169.5 75 Sierra Sur Los Corrales 12 - Mc1 169.6 100 Sierra Sur Los Corrales 12 - Mc1 169.7 21 Sierra Sur Los Corrales 12 - Mc1 207.1 80 Sierra Sur La Roda A. 79 leche Mc2 207.2 85 Sierra Sur La Roda A. 79 leche Mc2 207.3 70 Sierra Sur La Roda A. 79 leche Mc2 207.4 40 Sierra Sur La Roda A. 79 leche Mc2 207.5 55 Sierra Sur La Roda A. 79 leche Mc2 207.6 28 Sierra Sur La Roda A. 79 leche Mc2 207.7 100 Sierra Sur La Roda A. 79 leche Mc2 71.1 65 Aljarafe Castilleja 34 leche Mc1 71.2 160 Aljarafe Castilleja 34 leche Mc1 71.3 80 Aljarafe Castilleja 34 leche Mc1 71.4 120 Aljarafe Castilleja 34 leche Mc1 71.5 110 Aljarafe Castill eja 34 leche Mc1 71.6 75 Aljarafe Castilleja 34 leche Mc1 71.7 130 Aljarafe Castilleja 34 leche Mc1 89.1 45 Aljarafe Bollullos 36 leche Mc1 89.2 120 Aljarafe Bollullos 36 leche Mc1 89.3 60 Aljarafe Bollullos 36 leche Mc1 90.5 35 Aljarafe Espartinas 1 90 leche Mc1 90.6 110 Aljarafe Espartinas 190 leche Mc1 90.7 130 Aljarafe Espartinas 190 leche Mc1 243.1 140 Aljarafe Gerena 34 - Mc1 243.2 60 Aljarafe Gerena 34 - Mc1 243.3 30 Aljarafe Gerena 34 - Mc1 243.4 80 Aljarafe Gerena 34 - Mc1 243.5 90 Alja rafe Gerena 34 - Mc1 243.6 85 Aljarafe Gerena 34 - Mc1 243.7 15 Aljarafe Gerena 34 - Mc1 252.1 170 Aljarafe Sanlucar M. 97 lidia Mc1 252.2 110 Aljarafe Sanlucar M. 97 lidia Mc1 252.3 370 Aljarafe Sanlucar M. 97 lidia Mc1 252.4 40 Aljarafe Sanlucar M. 97 lidia Mc1 252.5 55 Aljarafe Sanlucar M. 97 lidia Mc1 252.6 130 Aljarafe Sanlucar M. 97 lidia Mc1 252.7 130 Aljarafe Sanlucar M. 97 lidia Mc1 253.1 80 Aljarafe Coria del Río 17 leche Mc1 253.2 160 Aljarafe Coria del Río 17 leche Mc1 253.3 240 Alja rafe Coria del Río 17 leche Mc1 253.4 70 Aljarafe Coria del Río 17 leche Mc1 253.5 120 Aljarafe Coria del Río 17 leche Mc1 Tablas 217 Animal U. I. Comarca Municipio Censo Aptitud Clima 253.6 110 Aljarafe Coria del Río 17 leche Mc1 253.7 160 Aljarafe Coria del Río 17 leche Mc1 255.1 150 Aljarafe Umbrete 99 carne Mc1 255.2 0 Aljarafe Umbrete 99 carne Mc1 255.3 60 Aljarafe Umbrete 99 carne Mc1 255.4 30 Aljarafe Umbrete 99 carne Mc1 255.5 35 Aljarafe Umbrete 99 carne Mc1 255.6 2 Aljarafe Umbrete 99 carne Mc1 255.7 0 Aljarafe Umbrete 99 carne Mc1 48.1 150 Las Marismas Aznalcázar 380 carne Mc2 48.2 310 Las Marismas Aznalcázar 380 carne Mc2 48.3 140 Las Marismas Aznalcázar 380 carne Mc2 48.4 80 Las Marismas Aznalcázar 380 carne Mc2 48.5 210 Las Marismas Aznalcázar 380 carne Mc2 48.6 90 Las Marismas Aznalcáza r 380 carne Mc2 48.7 180 Las Marismas Aznalcázar 380 carne Mc2 59.1 280 Las Marismas Lebrija 67 carne Mc2 59.2 190 Las Marismas Lebrija 67 carne Mc2 59.3 220 Las Marismas Lebrija 67 carne Mc2 59.4 35 Las Marismas Lebrija 67 carne Mc2 59.5 200 Las Mar ismas Lebrija 67 carne Mc2 59.6 380 Las Marismas Lebrija 67 carne Mc2 59.7 160 Las Marismas Lebrija 67 carne Mc2 62.1 140 Las Marismas Las Cabezas 15 carne Mc1 62.2 65 Las Marismas Las Cabezas 15 carne Mc1 62.3 180 Las Marismas Las Cabezas 15 carne Mc 1 62.4 100 Las Marismas Las Cabezas 15 carne Mc1 62.5 120 Las Marismas Las Cabezas 15 carne Mc1 62.6 50 Las Marismas Las Cabezas 15 carne Mc1 62.7 160 Las Marismas Las Cabezas 15 carne Mc1 68.1 160 Las Marismas Villafranco 117 carne Mc2 68.2 160 Las Marismas Villafranco 117 carne Mc2 68.3 250 Las Marismas Villafranco 117 carne Mc2 68.4 130 Las Marismas Villafranco 117 carne Mc2 68.5 220 Las Marismas Villafranco 117 carne Mc2 68.6 240 Las Marismas Villafranco 117 carne Mc2 68.7 110 Las Marismas Vi llafranco 117 carne Mc2 86.1 160 Las Marismas Puebla del Río 300 lidia Mc2 86.2 250 Las Marismas Puebla del Río 300 lidia Mc2 86.3 270 Las Marismas Puebla del Río 300 lidia Mc2 86.4 240 Las Marismas Puebla del Río 300 lidia Mc2 86.5 95 Las Marismas Pu ebla del Río 300 lidia Mc2 86.6 120 Las Marismas Puebla del Río 300 lidia Mc2 86.7 140 Las Marismas Puebla del Río 300 lidia Mc2 247.1 370 Las Marismas Aznalcázar 400 carne Mc2 247.2 240 Las Marismas Aznalcázar 400 carne Mc2 Tablas 218 Animal U. I. Comarca Municipio Censo Aptitud Clima 247.3 170 Las Marismas Azn alcázar 400 carne Mc2 247.4 500 Las Marismas Aznalcázar 400 carne Mc2 247.5 210 Las Marismas Aznalcázar 400 carne Mc2 247.6 100 Las Marismas Aznalcázar 400 carne Mc2 247.7 150 Las Marismas Aznalcázar 400 carne Mc2 249.1 140 Las Marismas Puebla del Río 54 carne Mc2 249.2 110 Las Marismas Puebla del Río 54 carne Mc2 249.3 140 Las Marismas Puebla del Río 54 carne Mc2 249.4 200 Las Marismas Puebla del Río 54 carne Mc2 249.5 320 Las Marismas Puebla del Río 54 carne Mc2 249.6 160 Las Marismas Puebla del Río 54 carne Mc2 249.7 75 Las Marismas Puebla del Río 54 carne Mc2 92.5 80 Sierra Norte Cazalla 79 carne Mch 60.7 340 La Vega Puebla I. 263 carne Mc1 152.3 50 Sierra Sur Aguadulce 58 leche Mc2 89.4 130 Aljarafe Bollullos 36 leche Mc1 89.5 30 Aljaraf e Bollullos 36 leche Mc1 89.6 65 Aljarafe Bollullos 36 leche Mc1 89.7 110 Aljarafe Bollullos 36 leche Mc1 90.1 75 Aljarafe Espartinas 190 leche Mc1 90.2 280 Aljarafe Espartinas 190 leche Mc1 90.3 95 Aljarafe Espartinas 190 leche Mc1 90.4 85 Aljarafe Espartinas 190 leche Mc1 74.1 110 Sierra Norte Cazalla 38 carne Mch 74.2 270 Sierra Norte Cazalla 38 carne Mch 74.3 90 Sierra Norte Cazalla 38 carne Mch 74.4 110 Sierra Norte Cazalla 38 carne Mch 74.5 210 Sierra Norte Cazalla 38 carne Mch 74.6 180 Si erra Norte Cazalla 38 carne Mch 74.7 120 Sierra Norte Cazalla 38 carne Mch 52.1 95 La Vega La Algaba 132 leche Mc1 52.2 180 La Vega La Algaba 132 leche Mc1 52.3 180 La Vega La Algaba 132 leche Mc1 52.4 95 La Vega La Algaba 132 leche Mc1 52.5 130 La V ega La Algaba 132 leche Mc1 52.6 110 La Vega La Algaba 132 leche Mc1 52.7 150 La Vega La Algaba 132 leche Mc1 79.1 75 Carmona Alcalá G 37 leche Mc2 79.2 70 Carmona Alcalá G 37 leche Mc2 79.3 110 Carmona Alcalá G 37 leche Mc2 79.4 150 Carmona Alcalá G 37 leche Mc2 79.5 75 Carmona Alcalá G 37 leche Mc2 79.6 270 Carmona Alcalá G 37 leche Mc2 79.7 90 Carmona Alcalá G 37 leche Mc2 23.1 120 Écija Écija 13 leche Mc2 23.2 110 Écija Écija 13 leche Mc2 Tablas 219 Animal U. I. Comarca Municipio Censo Aptitud Clima 23.3 180 Écija Écija 13 leche Mc2 23.4 80 Écija Écij a 13 leche Mc2 23.5 20 Écija Écija 13 leche Mc2 23.6 85 Écija Écija 13 leche Mc2 23.7 180 Écija Écija 13 leche Mc2 4.1 250 Utrera Morón 22 carne Mc1 4.2 460 Utrera Morón 22 carne Mc1 4.3 160 Utrera Morón 22 carne Mc1 4.4 130 Utrera Morón 22 carne Mc 1 4.5 150 Utrera Morón 22 carne Mc1 4.6 250 Utrera Morón 22 carne Mc1 4.7 150 Utrera Morón 22 carne Mc1 3.1 470 Sierra Sur Estepa 35 leche Mc2 3.2 400 Sierra Sur Estepa 35 leche Mc2 3.3 160 Sierra Sur Estepa 35 leche Mc2 3.4 100 Sierra Sur Estepa 35 leche Mc2 3.5 6 Sierra Sur Estepa 35 leche Mc2 3.6 7 Sierra Sur Estepa 35 leche Mc2 3.7 90 Sierra Sur Estepa 35 leche Mc2 63.1 140 Aljarafe Sanlucar M. 65 leche Mc1 63.2 220 Aljarafe Sanlucar M. 65 leche Mc1 63.4 230 Aljarafe Sanlucar M. 65 leche Mc 1 63.5 260 Aljarafe Sanlucar M. 65 leche Mc1 63.6 55 Aljarafe Sanlucar M. 65 leche Mc1 63.7 300 Aljarafe Sanlucar M. 65 leche Mc1 87.1 170 Las Marismas Aznalcázar 100 carne Mc2 87.2 140 Las Marismas Aznalcázar 100 carne Mc2 87.3 250 Las Marismas Azna lcázar 100 carne Mc2 87.4 12 Las Marismas Aznalcázar 100 carne Mc2 87.5 120 Las Marismas Aznalcázar 100 carne Mc2 87.6 120 Las Marismas Aznalcázar 100 carne Mc2 87.7 150 Las Marismas Aznalcázar 100 carne Mc2 196.1 1100 Sierra Norte El Garrobo 34 carne Mch 196.2 100 Sierra Norte El Garrobo 34 carne Mch 196.3 280 Sierra Norte El Garrobo 34 carne Mch 196.4 290 Sierra Norte El Garrobo 34 carne Mch 196.5 130 Sierra Norte El Garrobo 34 carne Mch 196.6 490 Sierra Norte El Garrobo 34 carne Mch 196.7 150 Sierra Norte El Garrobo 34 carne Mch 73.1 35 La Vega Cantillana 28 leche Mc1 73.2 50 La Vega Cantillana 28 leche Mc1 73.3 150 La Vega Cantillana 28 leche Mc1 73.4 210 La Vega Cantillana 28 leche Mc1 73.5 290 La Vega Cantillana 28 leche Mc1 73.6 210 L a Vega Cantillana 28 leche Mc1 73.7 160 La Vega Cantillana 28 leche Mc1 91.1 90 Carmona Carmona 62 leche Mc2 Tablas 220 Animal U. I. Comarca Municipio Censo Aptitud Clima 91.2 150 Carmona Carmona 62 leche Mc2 91.3 270 Carmona Carmona 62 leche Mc2 91.4 100 Carmona Carmona 62 leche Mc2 91.5 250 Carmona Carmona 62 leche Mc2 91.6 650 Carmona Carmona 62 leche Mc2 91.7 140 Carmona Carmona 62 leche Mc2 24.1 240 Écija Écija 18 leche Mc2 24.2 45 Écija Écija 18 leche Mc2 24.3 100 Écija Écija 18 leche Mc2 24.4 130 Écija Écija 18 leche Mc2 24.5 45 Écija Écija 18 lech e Mc2 24.6 120 Écija Écija 18 leche Mc2 24.7 120 Écija Écija 18 leche Mc2 76.1 190 Utrera Dos Hermanas 52 leche Mc2 76.2 65 Utrera Dos Hermanas 52 leche Mc2 76.3 420 Utrera Dos Hermanas 52 leche Mc2 76.4 180 Utrera Dos Hermanas 52 leche Mc2 76.5 290 Utrera Dos Hermanas 52 leche Mc2 76.6 470 Utrera Dos Hermanas 52 leche Mc2 76.7 120 Utrera Dos Hermanas 52 leche Mc2 153.1 430 Sierra Sur La Roda A. 66 leche Mc2 153.2 270 Sierra Sur La Roda A. 66 leche Mc2 153.3 180 Sierra Sur La Roda A. 66 leche Mc 2 153.4 340 Sierra Sur La Roda A. 66 leche Mc2 153.5 210 Sierra Sur La Roda A. 66 leche Mc2 153.6 170 Sierra Sur La Roda A. 66 leche Mc2 153.7 230 Sierra Sur La Roda A. 66 leche Mc2 254.1 90 Aljarafe Aznalcóllar 11 carne Mc1 254.2 140 Aljarafe Aznalc óllar 11 carne Mc1 254.3 140 Aljarafe Aznalcóllar 11 carne Mc1 254.4 150 Aljarafe Aznalcóllar 11 carne Mc1 254.5 260 Aljarafe Aznalcóllar 11 carne Mc1 254.6 200 Aljarafe Aznalcóllar 11 carne Mc1 254.7 100 Aljarafe Aznalcóllar 11 carne Mc1 248.1 110 L as Marismas Aznalcázar 20 carne Mc2 248.2 100 Las Marismas Aznalcázar 20 carne Mc2 248.3 240 Las Marismas Aznalcázar 20 carne Mc2 248.4 150 Las Marismas Aznalcázar 20 carne Mc2 248.5 250 Las Marismas Aznalcázar 20 carne Mc2 248.6 260 Las Marismas Azna lcázar 20 carne Mc2 248.7 140 Las Marismas Aznalcázar 20 carne Mc2 63.3 260 Aljarafe Sanlucar M. 65 leche Mc1 Tablas 221 TABLA XII RESULTADOS DE LA ENCUESTA EN BOVINOS Animal U. I. Explotación Gatos Abortos Celos de repetición Brucelosis 48.1 150 Extensiva no no no no 48.2 310 Extensiva no no no no 48.3 140 Extensiva no no no no 48.4 80 Extensiva no no no no 48.5 210 Ex tensiva no no no no 48.6 90 Extensiva no no no no 48.7 180 Extensiva no no no no 49.1 95 Intensiva no no no no 49.2 90 Intensiva no no no no 49.3 23 Intensiva no no no no 49.4 110 Intensiva no no no no 49.5 50 Intensiva no no no no 49.6 29 Intensiv a no no no no 49.7 130 Intensiva no no no no 50.1 95 Extensiva no no no no 50.2 170 Extensiva no no no no 50.3 500 Extensiva no no no no 50.4 290 Extensiva no no no no 50.5 180 Extensiva no no no no 50.6 180 Extensiva no no no no 50.7 120 Extensiva no no no no 53.1 140 Intensiva no no no no 53.2 100 Intensiva no no no no 53.3 120 Intensiva no no no no 53.4 90 Intensiva no no no no 53.5 95 Intensiva no no no no 53.6 100 Intensiva no no no no 53.7 35 Intensiva no no no no 59.1 280 Extensiva si no no si 59.2 190 Extensiva si no no si 59.3 220 Extensiva si no no si 59.4 35 Extensiva si no no si 59.5 200 Extensiva si no no si 59.6 380 Extensiva si no no si 59.7 160 Extensiva si no no si 60.1 28 Extensiva no no no no 60.2 200 Extensiva no n o no no 60.3 180 Extensiva no no no no 60.4 150 Extensiva no no no no 60.5 130 Extensiva no no no no 60.6 110 Extensiva no no no no 60.7 340 Extensiva no no no no 61.1 55 Intensiva no no no no 61.2 150 Intensiva no no no no Tablas 222 Animal U. I. Explotación Gatos Abortos Celos de repetición Brucelosis 61.3 140 Intensiva no no no no 61.4 90 Intensiva no no no no 61.5 40 Intensiva no no no no 61.6 100 Intensiva no no no no 61.7 200 Intensiva no no no no 63.1 140 Semiextensiva no no no no 63.2 220 Semiextensiva no no no no 63.3 260 Semiextensiva no no no no 63.4 230 Semie xtensiva no no no no 63.5 260 Semiextensiva no no no no 63.6 55 Semiextensiva no no no no 63.7 300 Semiextensiva no no no no 72.1 65 Semiextensiva no no sabe no sabe no 72.2 170 Semiextensiva no no sabe no sabe no 72.3 150 Semiextensiva no no sabe no sabe no 72.4 180 Semiextensiva no no sabe no sabe no 72.5 160 Semiextensiva no no sabe no sabe no 72.6 140 Semiextensiva no no sabe no sabe no 72.7 130 Semiextensiva no no sabe no sabe no 81.1 85 Extensiva si no no no 81.2 110 Extensiva si no no no 81.3 240 Extensiva si no no no 81.4 200 Extensiva si no no no 81.5 50 Extensiva si no no no 81.6 120 Extensiva si no no no 81.7 55 Extensiva si no no no 85.1 160 Extensiva si no no no 85.2 180 Extensiva si no no no 85.3 160 Extensiva si no no no 8 5.4 220 Extensiva si no no no 85.5 380 Extensiva si no no no 85.6 210 Extensiva si no no no 85.7 710 Extensiva si no no no 86.1 160 Semiextensiva no si si no 86.2 250 Semiextensiva no si si no 86.3 270 Semiextensiva no si si no 86.4 240 Semiextensiv a no si si no 86.5 95 Semiextensiva no si si no 86.6 120 Semiextensiva no si si no 86.7 140 Semiextensiva no si si no 90.1 75 Intensiva si si si no 90.2 280 Intensiva si si si no 90.3 95 Intensiva si si si no 90.4 85 Intensiva si si si no 90.5 35 I ntensiva si si si no 90.6 110 Intensiva si si si no 90.7 130 Intensiva si si si no Tablas 223 Animal U. I. Explotación Gatos Abortos Celos de repetición Brucelosis 93.1 140 Extensiva si no no no 93.2 35 Extensiva si no no no 93.3 70 Extensiva si no no no 93.4 55 Extensiva si no no no 93.5 120 Extensiva si no no no 93.6 95 Exten siva si no no no 93.7 80 Extensiva si no no no 134.1 190 Extensiva no no no no 134.2 240 Extensiva no no no no 134.3 130 Extensiva no no no no 134.4 80 Extensiva no no no no 134.5 150 Extensiva no no no no 134.6 0 Extensiva no no no no 134.7 65 Ext ensiva no no no no 149.1 1 Intensiva si si si no 149.2 70 Intensiva si si si no 149.3 50 Intensiva si si si no 149.4 50 Intensiva si si si no 149.5 60 Intensiva si si si no 149.6 120 Intensiva si si si no 149.7 85 Intensiva si si si no 154.1 90 Int ensiva no sí, Rinotraq si no 154.2 11 Intensiva no sí, Rinotraq si no 154.3 95 Intensiva no sí, Rinotraq si no 154.4 55 Intensiva no sí, Rinotraq si no 154.5 220 Intensiva no sí, Rinotraq si no 154.6 60 Intensiva no sí, R inotraq si no 154.7 85 Intensiva no sí, Rinotraq si no 157.1 40 Intensiva si sí, IBR si no 157.2 170 Intensiva si sí, IBR si no 157.3 95 Intensiva si sí, IBR si no 157.4 75 Intensiva si sí, IBR si no 157.5 95 Intensiva si sí, IBR si no 1 57.6 90 Intensiva si sí, IBR si no 157.7 110 Intensiva si sí, IBR si no 158.1 120 Intensiva si no no no 158.2 50 Intensiva si no no no 158.3 80 Intensiva si no no no 158.4 100 Intensiva si no no no 158.5 35 Intensiva si no no no 158.6 65 Intensiva s i no no no 158.7 8 Intensiva si no no no 169.1 2 Intensiva no no no no 169.2 14 Intensiva no no no no 169.3 15 Intensiva no no no no 169.4 55 Intensiva no no no no 169.5 75 Intensiva no no no no Tablas 224 Animal U. I. Explotación Gatos Abortos Celos de repetición Brucelosis 169.6 100 Intensiva no no no no 169.7 21 Intensiva no no no no 183.1 60 Extensiva si no no no 183.2 85 Extensiva si no no no 183.3 370 Extensiva si no no no 183.4 120 Extensiva si no no no 183.5 520 Extensiva si no no no 183.6 85 Extensiva si no no no 183.7 27 Extensiva si no no no 185.1 210 Intensiv a si sí si no 185.2 280 Intensiva si sí si no 185.3 170 Intensiva si sí si no 185.4 210 Intensiva si sí si no 185.5 95 Intensiva si sí si no 185.6 160 Intensiva si sí si no 185.7 110 Intensiva si sí si no 206.1 100 Intensiva si si si no 206.2 100 I ntensiva si si si no 206.3 15 Intensiva si si si no 206.4 40 Intensiva si si si no 206.5 60 Intensiva si si si no 206.6 140 Intensiva si si si no 206.7 95 Intensiva si si si no 247.1 370 Extensiva no no no no 247.2 240 Extensiva no no no no 247.3 1 70 Extensiva no no no no 247.4 500 Extensiva no no no no 247.5 210 Extensiva no no no no 247.6 100 Extensiva no no no no 247.7 150 Extensiva no no no no Tablas 225 TABLA XIII SEROPREVALECIA EN BOVINOS Seronegativos Seropositivos Total Frecuencia 84 420 504 Porcentaje 16.7% 83.3% 100% TABLA XIV RANGO DE POSITIVIDAD EN BOVINOS Seronegativos Seropositivos Pat. latente Seropositivos Seropositivos Pat. clínica Total Frecuencia 84 336 83 1 504 Porcentaje 16.7% 66.7% 16.5% 0.2% 100% Tablas 226 TABLA XVa SEROPREVALENCIA EN BOVINOS SEGÚN COMARCAS GANADERAS Comarcas Seronegativos Seropositivos Sierra Norte Frecuencia Porcentaje 6 9.5% 57 90.5% La Vega Frecuencia Porcentaje 8 12.7% 55 87.3% Carmona Frecuencia Porcentaje 7 11.1% 56 88.9% Utrera Frecuenc ia Porcentaje 13 20.6% 50 79.4% Écija Frecuencia Porcentaje 14 22.2% 49 77.8% Sierra Sur Frecuencia Porcentaje 22 34.9% 41 65.1% Aljarafe Frecuencia Porcentaje 11 17.5% 52 82.5% Las Marismas Frecuencia Porcentaje 3 4.8% 60 95.2% Total Frecuencia Porce ntaje 84 16.7% 420 83.3% Tablas 227 TABLA XVb SEROPREVALENCIA EN BOVINOS SEGÚN COMARCAS GEOGRÁFICAS Comarcas Seronegativos Seropositivos Sierra Norte Frecuencia Porcentaje 6 9.5% 57 90.5% La Vega Frecuencia Porcentaje 8 12.7% 55 87.3% La Campiña Frecuencia Porcentaje 34 18% 155 82% Sierra Sur Frecuencia Porcentaje 22 34.9% 41 65.1% Aljarafe Frecuencia Porcentaje 11 17.5% 52 82.5% Las Marismas Frecuencia Porcentaje 3 4.8% 60 95.2% Total Frecuencia Porcentaje 84 16.7% 420 83.3% Tablas 228 TABLA XVI SEROPREVALENCIA EN BOVINOS SEGÚN EL CLIMA Clima Seronegativos Seropositivos Total Med. Cont. Húmedo Frecuencia Porcentaje 6 9.5% 57 90.5% 63 100% Med. Cont. Tipo I Frecuencia Porcentaje 33 18.9% 142 81.1% 175 100% Med. Cont. Tipo II Frecuencia Porcentaje 45 16.9% 221 83.1% 266 100% Total Frecuencia Porcentaje 84 16.7% 420 83.3% 504 100% TABLA XVII SEROPREVALECIA EN BOVINOS SEGÚN LA APTITUD Aptitud Seronegativos Seropositivos Total Carne Frecuencia Porcentaje 19 11.3% 149 88.7% 168 100% Leche Frecuencia Porcentaj e 60 20.4% 234 79.6% 294 100% Lidia Frecuencia Porcentaje 5 11.9% 37 88.1% 42 100% Total Frecuencia Porcentaje 84 16.7% 420 83.3% 504 100% Tablas 229 TABLA XVIII SEROPREVALENCIA EN BOVINOS SEGÚN CENSO DE LA EXPLOTACIÓN Censo explotación Seronegativos Seroposit ivos Total <100 Frecuencia Porcentaje 72 19.8% 292 80.2% 364 100% 100 - 500 Frecuencia Porcentaje 12 8.6% 128 91.4% 140 100% Total Freuencia Porcentaje 84 16.7% 420 83.3% 504 100% TABLA XIX SEROPREVALENCIA EN BOVINOS SEGÚN EL TIPO DE EXPLOTACIÓN Tipo de explotación Seronegativos Seropositivos Total Intensiva Frecuencia Porcentaje 20 26% 57 74% 77 100% Extensiva Frecuencia Porcentaje 6 8.6% 64 91.4% 70 100% Semiextensiva Frecuencia Porcentaje 0 0% 21 100% 21 100% Total Frecuencia Porcentaje 26 15.5 % 142 84.5% 168 100% Tablas 230 TABLA XX SEROPREVALENCIA EN BOVINOS SEGÚN PRESENCIA DE GATOS Presencia de gatos Seronegativos Seropositivos Total NO Frecuencia Porcentaje 12 13.2% 79 86.8% 91 100% SI Frecuencia Porcentaje 14 18.2% 63 81.8% 77 100% Total Frecuen cia Porcentaje 26 15.5% 142 84.5% 168 100% Tablas 231 TABLA XXI RESULTADOS DE CAPRINOS EXPRESADOS EN U.I./ML Animal U. I. Comarca Municipio Censo Clima 26.1 13 Sierra Norte Constantina 500 Mch 26.2 2 Sierra Norte Constantina 500 Mch 26.3 11 Sierra Norte Const antina 500 Mch 26.4 3600 Sierra Norte Constantina 500 Mch 26.5 7 Sierra Norte Constantina 500 Mch 26.6 12 Sierra Norte Constantina 500 Mch 26.7 13 Sierra Norte Constantina 500 Mch 102.1 2 Sierra Norte Cazalla 60 Mch 102.2 6 Sierra Norte Cazalla 60 Mc h 102.3 0 Sierra Norte Cazalla 60 Mch 102.4 5 Sierra Norte Cazalla 60 Mch 102.5 2 Sierra Norte Cazalla 60 Mch 102.6 17 Sierra Norte Cazalla 60 Mch 102.7 4 Sierra Norte Cazalla 60 Mch 116.1 230 Sierra Norte Guadalcanal 40 Mch 116.2 1000 0 Sierra Norte Guadalcanal 40 Mch 116.3 0 Sierra Norte Guadalcanal 40 Mch 116.4 590 Sierra Norte Guadalcanal 40 Mch 116.5 23 Sierra Norte Guadalcanal 40 Mch 116.6 0 Sierra Norte Guadalcanal 40 Mch 116.7 2 Sierra Norte Guadalcanal 40 Mch 120.1 380 Sierra Norte Alan ís 276 Mch 120.2 2 Sierra Norte Alanís 276 Mch 120.3 9 Sierra Norte Alanís 276 Mch 120.4 1000 0 Sierra Norte Alanís 276 Mch 120.5 290 Sierra Norte Alanís 276 Mch 120.6 5 Sierra Norte Alanís 276 Mch 120.7 15 Sierra Norte Alanís 276 Mch 122.1 12 Sierra Norte El Pedroso 26 Mch 122.2 14 Sierra Norte El Pedroso 26 Mch 122.3 9 Sierra Norte El Pedroso 26 Mch 122.4 5 Sierra Norte El Pedroso 26 Mch 122.5 5 Sierra Norte El Pedroso 26 Mch 122.6 21 Sierra Norte El Pedroso 26 Mch 122.7 11 Sierra Norte El Ped roso 26 Mch 130.1 5 Sierra Norte Alanís 100 Mch 130.2 0 Sierra Norte Alanís 100 Mch 130.3 5 Sierra Norte Alanís 100 Mch 130.4 190 Sierra Norte Alanís 100 Mch 130.5 1000 0 Sierra Norte Alanís 100 Mch 130.6 20 Sierra Norte Alanís 100 Mch 130.7 4 Sierra Norte Alanís 100 Mch Tablas 232 Animal U. I. Comarca Municipio Censo Clima 227.1 11 Sierra Norte Castillo G. 40 Mch 227.2 15 Sierra Norte Castillo G. 40 Mch 227.3 1 Sierra Norte Castillo G. 40 Mch 227.4 10 Sierra Norte Castillo G. 40 Mch 227.5 18 Sierra Norte Castillo G. 40 Mch 227.6 15 Sierra Norte Ca stillo G. 40 Mch 99.1 10 La Vega Lora del Río 32 Mc1 99.2 7 La Vega Lora del Río 32 Mc1 99.3 15 La Vega Lora del Río 32 Mc1 99.4 12 La Vega Lora del Río 32 Mc1 99.5 14 La Vega Lora del Río 32 Mc1 99.6 4 La Vega Lora del Río 32 Mc1 144.1 840 La Vega La Rinconada 380 Mc1 144.2 1000 0 La Vega La Rinconada 380 Mc1 144.3 1900 La Vega La Rinconada 380 Mc1 144.4 7 La Vega La Rinconada 380 Mc1 144.5 13 La Vega La Rinconada 380 Mc1 144.6 380 La Vega La Rinconada 380 Mc1 144.7 4 La Vega La Rinconada 380 M c1 173.1 8 La Vega El Priorato 175 Mc1 173.2 1000 0 La Vega El Priorato 175 Mc1 173.3 7 La Vega El Priorato 175 Mc1 173.4 0 La Vega El Priorato 175 Mc1 173.5 7 La Vega El Priorato 175 Mc1 173.6 0 La Vega El Priorato 175 Mc1 173.7 4 La Vega El Priorat o 175 Mc1 179.1 11 La Vega Vva Río y Minas 603 Mc1 179.2 5 La Vega Vva Río y Minas 603 Mc1 179.3 8 La Vega Vva Río y Minas 603 Mc1 179.4 10 La Vega Vva Río y Minas 603 Mc1 179.5 1 La Vega Vva Río y Minas 603 Mc1 179.6 5 La Vega Vva Río y Minas 603 Mc 1 179.7 95 La Vega Vva Río y Minas 603 Mc1 194.1 12 La Vega Brenes 145 Mc1 194.2 3 La Vega Brenes 145 Mc1 194.3 10 La Vega Brenes 145 Mc1 194.4 3 La Vega Brenes 145 Mc1 194.5 13 La Vega Brenes 145 Mc1 194.6 13 La Vega Brenes 145 Mc1 194.7 9 La Vega Brenes 145 Mc1 201.1 15 La Vega Tocina 259 Mc1 201.2 9 La Vega Tocina 259 Mc1 201.3 13 La Vega Tocina 259 Mc1 201.4 2000 La Vega Tocina 259 Mc1 201.5 16 La Vega Tocina 259 Mc1 201.6 11 La Vega Tocina 259 Mc1 201.7 11 La Vega Tocina 259 Mc1 Tablas 233 Animal U. I. Comarca Municipio Censo Clima 211.1 2 7 La Vega Peñaflor 10 Mc1 211.2 45 La Vega Peñaflor 10 Mc1 211.3 9 La Vega Peñaflor 10 Mc1 211.4 70 La Vega Peñaflor 10 Mc1 211.5 5 La Vega Peñaflor 10 Mc1 211.6 70 La Vega Peñaflor 10 Mc1 15.1 1000 0 Carmona Alcalá G. 445 Mc2 15.2 8 Carmona Alcalá G . 445 Mc2 15.3 16 Carmona Alcalá G. 445 Mc2 15.4 10 Carmona Alcalá G. 445 Mc2 15.5 18 Carmona Alcalá G. 445 Mc2 15.6 24 Carmona Alcalá G. 445 Mc2 15.13 15 Carmona Alcalá G. 445 Mc2 29.1 12 Carmona Mairena Alcor 103 Mc2 29.2 16 Carmona Mairena Alcor 103 Mc2 29.3 10 Carmona Mairena Alcor 103 Mc2 29.4 15 Carmona Mairena Alcor 103 Mc2 29.5 8 Carmona Mairena Alcor 103 Mc2 29.6 1500 Carmona Mairena Alcor 103 Mc2 29.7 28 Carmona Mairena Alcor 103 Mc2 31.19 9 Carmona Carmona 123 Mc2 31.12 28 Carmona C armona 123 Mc2 31.13 0 Carmona Carmona 123 Mc2 31.11 14 Carmona Carmona 123 Mc2 31.15 2 Carmona Carmona 123 Mc2 31.16 8 Carmona Carmona 123 Mc2 31.28 14 Carmona Carmona 123 Mc2 40.20 3 Carmona Fuentes A. 260 Mc2 40.2 5 Carmona Fuentes A. 260 Mc2 40 .19 14 Carmona Fuentes A. 260 Mc2 40.4 11 Carmona Fuentes A. 260 Mc2 40.5 11 Carmona Fuentes A. 260 Mc2 40.6 4 Carmona Fuentes A. 260 Mc2 40.15 9 Carmona Fuentes A. 260 Mc2 41.11 0 Carmona Carmona 1600 Mc2 41.12 10 Carmona Carmona 1600 Mc2 41.13 2 C armona Carmona 1600 Mc2 41.14 5 Carmona Carmona 1600 Mc2 41.15 1000 0 Carmona Carmona 1600 Mc2 41.16 12 Carmona Carmona 1600 Mc2 41.17 4000 Carmona Carmona 1600 Mc2 114.1 4 Carmona Fuentes A. 150 Mc2 114.2 9 Carmona Fuentes A. 150 Mc2 114.3 16 Carmon a Fuentes A. 150 Mc2 114.4 8 Carmona Fuentes A. 150 Mc2 114.5 8 Carmona Fuentes A. 150 Mc2 114.6 1000 0 Carmona Fuentes A. 150 Mc2 114.7 9 Carmona Fuentes A. 150 Mc2 Tablas 234 Animal U. I. Comarca Municipio Censo Clima 192.1 200 Carmona La Campana 350 Mc2 192.2 13 Carmona La Campana 350 Mc2 192.3 6 Car mona La Campana 350 Mc2 192.4 6 Carmona La Campana 350 Mc2 192.5 1 Carmona La Campana 350 Mc2 192.6 290 Carmona La Campana 350 Mc2 192.7 0 Carmona La Campana 350 Mc2 43.1 4 Écija Lantejuela 100 Mc2 43.2 130 Écija Lantejuela 100 Mc2 43.3 220 Écija La ntejuela 100 Mc2 43.4 6 Écija Lantejuela 100 Mc2 43.5 12 Écija Lantejuela 100 Mc2 43.6 1000 0 Écija Lantejuela 100 Mc2 43.7 1 Écija Lantejuela 100 Mc2 129.1 15 Écija Marinaleda 105 Mc2 129.2 3 Écija Marinaleda 105 Mc2 129.3 0 Écija Marinaleda 105 Mc2 129.4 2 Écija Marinaleda 105 Mc2 129.5 0 Écija Marinaleda 105 Mc2 129.6 0 Écija Marinaleda 105 Mc2 129.7 0 Écija Marinaleda 105 Mc2 131.1 180 Écija El Rubio 44 Mc2 131.2 0 Écija El Rubio 44 Mc2 131.3 3 Écija El Rubio 44 Mc2 131.4 0 Écija El Rubio 44 Mc2 131.5 2 Écija El Rubio 44 Mc2 131.6 1000 0 Écija El Rubio 44 Mc2 159.1 9 Écija Herrera 380 Mc2 159.2 7 Écija Herrera 380 Mc2 159.3 0 Écija Herrera 380 Mc2 159.4 6 Écija Herrera 380 Mc2 159.5 5 Écija Herrera 380 Mc2 159.6 5 Écija Herrera 380 M c2 159.7 1000 0 Écija Herrera 380 Mc2 170.1 2 Écija La Luisiana 410 Mc2 170.3 1 Écija La Luisiana 410 Mc2 170.4 1000 0 Écija La Luisiana 410 Mc2 170.5 450 Écija La Luisiana 410 Mc2 170.6 0 Écija La Luisiana 410 Mc2 170.7 2 Écija La Luisiana 410 Mc2 1 75.1 2 Écija El Campillo 400 Mc2 175.2 1000 0 Écija El Campillo 400 Mc2 175.3 2 Écija El Campillo 400 Mc2 175.4 1000 0 Écija El Campillo 400 Mc2 175.5 1 Écija El Campillo 400 Mc2 175.6 30 Écija El Campillo 400 Mc2 175.7 2 Écija El Campillo 400 Mc2 181 .1 0 Écija El Campillo 250 Mc2 Tablas 235 Animal U. I. Comarca Municipio Censo Clima 181.2 1000 Écija El Campillo 250 Mc2 181.3 1000 Écija El Campillo 250 Mc2 181.4 1000 0 Écija El Campillo 250 Mc2 181.5 45 Écija El Campillo 250 Mc2 181.6 4 Écija El Campillo 250 Mc2 181.7 1000 0 Écija El Campillo 250 Mc 2 17.1 1000 0 Utrera Morón 140 Mc1 17.2 1000 Utrera Morón 140 Mc1 17.3 1000 0 Utrera Morón 140 Mc1 17.4 0 Utrera Morón 140 Mc1 17.5 2 Utrera Morón 140 Mc1 17.6 2 Utrera Morón 140 Mc1 17.7 0 Utrera Morón 140 Mc1 19.1 7 Utrera Morón 93 Mc1 19.2 1000 0 Utrera Morón 93 Mc1 19.3 1 Utrera Morón 93 Mc1 19.4 1 Utrera Morón 93 Mc1 19.5 2 Utrera Morón 93 Mc1 19.6 1 Utrera Morón 93 Mc1 19.7 2 Utrera Morón 93 Mc1 28.1 1 Utrera Morón 250 Mc1 28.2 1 Utrera Morón 250 Mc1 28.3 3 Utrera Morón 250 Mc1 28.4 0 Utrera Morón 250 Mc1 28.5 3 Utrera Morón 250 Mc1 28.6 2 Utrera Morón 250 Mc1 28.7 1000 0 Utrera Morón 250 Mc1 37.1 2 Utrera Morón 400 Mc1 37.2 2 Utrera Morón 400 Mc1 37.12 2 Utrera Morón 400 Mc1 37.13 1 Utrera Morón 400 Mc1 37.14 1000 0 Utrera Morón 400 Mc1 37.15 3 Utrera Morón 400 Mc1 37.16 75 Utrera Morón 400 Mc1 172.1 2 Utrera Coripe 84 Mc1 172.2 1 Utrera Coripe 84 Mc1 172.3 1 Utrera Coripe 84 Mc1 172.4 5 Utrera Coripe 84 Mc1 172.5 90 Utrera Coripe 84 Mc1 172.6 1000 0 Utrera Coripe 84 Mc1 1 72.7 0 Utrera Coripe 84 Mc1 180.1 0 Utrera Coripe 161 Mc1 180.2 0 Utrera Coripe 161 Mc1 180.3 4 Utrera Coripe 161 Mc1 180.4 0 Utrera Coripe 161 Mc1 180.5 1 Utrera Coripe 161 Mc1 180.6 0 Utrera Coripe 161 Mc1 180.7 2 Utrera Coripe 161 Mc1 Tablas 236 Animal U. I. Comarca Municipio Censo Clima 203.1 1000 Utrera Utrera 54 Mc1 203.2 17 Utrera Utrera 54 Mc1 203.3 1000 0 Utrera Utrera 54 Mc1 203.4 1 Utrera Utrera 54 Mc1 203.5 1000 0 Utrera Utrera 54 Mc1 203.6 1000 0 Utrera Utrera 54 Mc1 203.7 35 Utrera Utrera 54 Mc1 20.2 2 Sierra Sur Osuna 260 Mc2 20.3 1000 0 Sierra Sur Osuna 260 Mc2 20.4 1 Sierra Sur Osuna 260 Mc2 20.5 1000 0 Sierra Sur Osuna 260 Mc2 20.6 0 Sierra Sur Osuna 260 Mc2 20.7 1 Sierra Sur Osuna 260 Mc2 22.1 1000 0 Sierra Sur Algámitas 60 Mc1 22.2 0 Sierra Sur Algámitas 60 Mc1 22.3 1 Sierr a Sur Algámitas 60 Mc1 22.4 3 Sierra Sur Algámitas 60 Mc1 22.5 11 Sierra Sur Algámitas 60 Mc1 33.1 1 Sierra Sur Puebla de C. 200 Mc1 22.7 5 Sierra Sur Algámitas 60 Mc1 33.2 2 Sierra Sur Puebla de C. 200 Mc1 33.3 1 Sierra Sur Puebla de C. 200 Mc1 33. 4 0 Sierra Sur Puebla de C. 200 Mc1 33.5 0 Sierra Sur Puebla de C. 200 Mc1 33.6 1 Sierra Sur Puebla de C. 200 Mc1 33.7 0 Sierra Sur Puebla de C. 200 Mc1 109.1 3 Sierra Sur Puebla de C. 145 Mc1 109.2 1300 Sierra Sur Puebla de C. 145 Mc1 109.3 1000 0 Si erra Sur Puebla de C. 145 Mc1 109.4 1000 0 Sierra Sur Puebla de C. 145 Mc1 109.5 0 Sierra Sur Puebla de C. 145 Mc1 109.6 0 Sierra Sur Puebla de C. 145 Mc1 109.7 4 Sierra Sur Puebla de C. 145 Mc1 110.1 1 Sierra Sur Gilena 70 Mc2 110.2 1 Sierra Sur Gile na 70 Mc2 110.3 1 Sierra Sur Gilena 70 Mc2 110.4 0 Sierra Sur Gilena 70 Mc2 110.5 8 Sierra Sur Gilena 70 Mc2 110.6 2 Sierra Sur Gilena 70 Mc2 110.7 250 Sierra Sur Gilena 70 Mc2 112.1 1 Sierra Sur La Roda A. 234 Mc2 112.2 4 Sierra Sur La Roda A. 234 Mc2 112.3 2 Sierra Sur La Roda A. 234 Mc2 112.4 1 Sierra Sur La Roda A. 234 Mc2 112.5 2 Sierra Sur La Roda A. 234 Mc2 112.6 2 Sierra Sur La Roda A. 234 Mc2 112.7 2 Sierra Sur La Roda A. 234 Mc2 113.1 1 Sierra Sur Osuna 300 Mc2 Tablas 237 Animal U. I. Comarca Municipio Censo Clima 113.2 2 Sierra Sur Osu na 300 Mc2 113.3 1000 Sierra Sur Osuna 300 Mc2 113.4 0 Sierra Sur Osuna 300 Mc2 113.5 4 Sierra Sur Osuna 300 Mc2 113.6 1 Sierra Sur Osuna 300 Mc2 113.7 0 Sierra Sur Osuna 300 Mc2 11.1 11 Aljarafe Gerena 37 Mc1 11.2 30 Aljarafe Gerena 37 Mc1 11.3 0 Aljarafe Gerena 37 Mc1 11.4 1 Aljarafe Gerena 37 Mc1 11.5 2 Aljarafe Gerena 37 Mc1 11.6 2 Aljarafe Gerena 37 Mc1 16.1 0 Aljarafe Gerena 130 Mc1 16.2 0 Aljarafe Gerena 130 Mc1 16.3 0 Aljarafe Gerena 130 Mc1 16.4 0 Aljarafe Gerena 130 Mc1 16.5 120 A ljarafe Gerena 130 Mc1 16.6 0 Aljarafe Gerena 130 Mc1 16.7 0 Aljarafe Gerena 130 Mc1 46.1 2 Aljarafe Pajanosas 54 Mc1 46.2 1000 0 Aljarafe Pajanosas 54 Mc1 46.3 2 Aljarafe Pajanosas 54 Mc1 46.4 1 Aljarafe Pajanosas 54 Mc1 46.5 0 Aljarafe Pajanosas 54 Mc1 46.6 4 Aljarafe Pajanosas 54 Mc1 46.7 7 Aljarafe Pajanosas 54 Mc1 118.1 2 Aljarafe Valencina 42 Mc1 118.2 13 Aljarafe Valencina 42 Mc1 118.3 2 Aljarafe Valencina 42 Mc1 118.4 3 Aljarafe Valencina 42 Mc1 118.5 4 Aljarafe Valencina 42 Mc1 118.6 2 Aljarafe Valencina 42 Mc1 118.7 1000 0 Aljarafe Valencina 42 Mc1 167.1 0 Aljarafe Tomares 114 Mc1 167.2 2 Aljarafe Tomares 114 Mc1 167.3 1000 0 Aljarafe Tomares 114 Mc1 167.4 1500 Aljarafe Tomares 114 Mc1 167.5 26 Aljarafe Tomares 114 Mc1 167.6 22 A ljarafe Tomares 114 Mc1 167.7 5 Aljarafe Tomares 114 Mc1 257.1 30 Aljarafe Salteras 190 Mc1 257.2 18 Aljarafe Salteras 190 Mc1 257.3 3 Aljarafe Salteras 190 Mc1 257.4 16 Aljarafe Salteras 190 Mc1 257.5 28 Aljarafe Salteras 190 Mc1 257.6 15 Aljarafe Salteras 190 Mc1 257.7 5 Aljarafe Salteras 190 Mc1 258.1 4 Aljarafe Salteras 88 Mc1 Tablas 238 Animal U. I. Comarca Municipio Censo Clima 258.2 23 Aljarafe Salteras 88 Mc1 258.3 410 Aljarafe Salteras 88 Mc1 258.4 450 Aljarafe Salteras 88 Mc1 258.5 7300 Aljarafe Salteras 88 Mc1 258.6 23 Aljarafe Saltera s 88 Mc1 258.7 13 Aljarafe Salteras 88 Mc1 137.1 18 Las Marismas Las Cabezas 260 Mc1 137.2 1800 Las Marismas Las Cabezas 260 Mc1 137.3 30 Las Marismas Las Cabezas 260 Mc1 137.4 35 Las Marismas Las Cabezas 260 Mc1 137.5 150 Las Marismas Las Cabezas 26 0 Mc1 137.6 1200 Las Marismas Las Cabezas 260 Mc1 137.7 28 Las Marismas Las Cabezas 260 Mc1 155.1 35 Las Marismas Las Cabezas 180 Mc1 155.2 19 Las Marismas Las Cabezas 180 Mc1 155.3 24 Las Marismas Las Cabezas 180 Mc1 155.4 30 Las Marismas Las Cabeza s 180 Mc1 155.6 40 Las Marismas Las Cabezas 180 Mc1 155.7 27 Las Marismas Las Cabezas 180 Mc1 215.1 35 Las Marismas Aznalcázar 15 Mc2 215.2 35 Las Marismas Aznalcázar 15 Mc2 215.3 35 Las Marismas Aznalcázar 15 Mc2 215.4 35 Las Marismas Aznalcázar 15 Mc2 215.5 45 Las Marismas Aznalcázar 15 Mc2 215.6 35 Las Marismas Aznalcázar 15 Mc2 245.1 1000 Las Marismas Las Cabezas 250 Mc1 245.2 350 Las Marismas Las Cabezas 250 Mc1 245.3 1900 Las Marismas Las Cabezas 250 Mc1 245.4 45 Las Marismas Las Cabezas 2 50 Mc1 245.5 9 Las Marismas Las Cabezas 250 Mc1 245.6 35 Las Marismas Las Cabezas 250 Mc1 245.7 530 Las Marismas Las Cabezas 250 Mc1 246.1 670 Las Marismas Las Cabezas 171 Mc1 246.2 60 Las Marismas Las Cabezas 171 Mc1 246.3 410 Las Marismas Las Cabez as 171 Mc1 246.4 4800 Las Marismas Las Cabezas 171 Mc1 246.5 700 Las Marismas Las Cabezas 171 Mc1 246.6 510 Las Marismas Las Cabezas 171 Mc1 246.7 1200 Las Marismas Las Cabezas 171 Mc1 250.1 35 Las Marismas Aznalcázar 150 Mc2 250.2 1200 Las Marismas Aznalcázar 150 Mc2 250.3 3300 Las Marismas Aznalcázar 150 Mc2 250.4 35 Las Marismas Aznalcázar 150 Mc2 250.5 1000 0 Las Marismas Aznalcázar 150 Mc2 250.6 30 Las Marismas Aznalcázar 150 Mc2 250.7 20 Las Marismas Aznalcázar 150 Mc2 251.1 210 Las Marisma s Puebla del Río 111 Mc2 251.2 140 Las Marismas Puebla del Río 111 Mc2 Tablas 239 Animal U. I. Comarca Municipio Censo Clima 251.3 35 Las Marismas Puebla del Río 111 Mc2 251.4 180 Las Marismas Puebla del Río 111 Mc2 251.5 40 Las Marismas Puebla del Río 111 Mc2 251.6 19 Las Marismas Puebla del Río 111 Mc2 251.7 20 Las Marismas Puebla del Río 111 Mc2 121.1 320 Sierra Norte Cazalla 14 Mch 121.2 65 Sierra Norte Cazalla 14 Mch 121.3 27 Sierra Norte Cazalla 14 Mch 121.4 45 Sierra Norte Cazalla 14 Mch 121.5 8 Sierra Norte Cazalla 14 Mch 121.6 35 Sierra No rte Cazalla 14 Mch 121.7 1000 0 Sierra Norte Cazalla 14 Mch 156.1 2 La Vega La Algaba 57 Mc1 156.2 120 La Vega La Algaba 57 Mc1 156.3 95 La Vega La Algaba 57 Mc1 156.4 20 La Vega La Algaba 57 Mc1 156.5 510 La Vega La Algaba 57 Mc1 156.6 4 La Vega La Algaba 57 Mc1 156.7 1400 La Vega La Algaba 57 Mc1 117.1 23 Carmona Alcalá G. 287 Mc2 117.2 25 Carmona Alcalá G. 287 Mc2 117.3 290 Carmona Alcalá G. 287 Mc2 117.4 26 Carmona Alcalá G. 287 Mc2 117.5 140 Carmona Alcalá G. 287 Mc2 117.6 5 Carmona Alcalá G. 287 Mc2 117.7 27 Carmona Alcalá G. 287 Mc2 182.1 20 Écija La Luisiana 62 Mc2 182.2 5 Écija La Luisiana 62 Mc2 182.3 45 Écija La Luisiana 62 Mc2 182.4 13 Écija La Luisiana 62 Mc2 182.5 26 Écija La Luisiana 62 Mc2 182.6 35 Écija La Luisiana 62 Mc2 182.7 40 Écija La Luisiana 62 Mc2 263.1 8 Sierra Sur Los Corrales 350 Mc1 263.2 30 Sierra Sur Los Corrales 350 Mc1 263.3 12 Sierra Sur Los Corrales 350 Mc1 263.4 490 Sierra Sur Los Corrales 350 Mc1 263.5 25 Sierra Sur Los Corrales 350 Mc1 263.6 35 Sierra Sur Los Corrales 350 Mc1 263.7 27 Sierra Sur Los Corrales 350 Mc1 244.1 17 Aljarafe Gerena 14 Mc1 244.2 22 Aljarafe Gerena 14 Mc1 244.3 26 Aljarafe Gerena 14 Mc1 244.4 19 Aljarafe Gerena 14 Mc1 244.5 30 Aljarafe Gerena 14 Mc1 244.6 12 Aljaraf e Gerena 14 Mc1 244.7 20 Aljarafe Gerena 14 Mc1 265.1 500 Las Marismas Las Cabezas 200 Mc1 Tablas 240 Animal U. I. Comarca Municipio Censo Clima 265.2 1400 Las Marismas Las Cabezas 200 Mc1 265.3 1700 Las Marismas Las Cabezas 200 Mc1 265.4 70 Las Marismas Las Cabezas 200 Mc1 265.5 60 Las Marismas Las Cab ezas 200 Mc1 265.6 890 Las Marismas Las Cabezas 200 Mc1 265.7 70 Las Marismas Las Cabezas 200 Mc1 170.2 25 Écija La Luisiana 410 Mc2 20.1 350 Sierra Sur Osuna 260 Mc2 22.6 260 Sierra Sur Algámitas 60 Mc1 216.1 45 Sierra Norte Castillo G. 20 Mch 216. 2 1 Sierra Norte Castillo G. 20 Mch 216.3 980 Sierra Norte Castillo G. 20 Mch 216.4 26 Sierra Norte Castillo G. 20 Mch 216.5 610 Sierra Norte Castillo G. 20 Mch 216.6 790 Sierra Norte Castillo G. 20 Mch 168.1 3700 La Vega Alcalá del Río 150 Mc1 168.2 35 La Vega Alcalá del Río 150 Mc1 168.3 60 La Vega Alcalá del Río 150 Mc1 168.4 30 La Vega Alcalá del Río 150 Mc1 168.5 880 La Vega Alcalá del Río 150 Mc1 168.6 35 La Vega Alcalá del Río 150 Mc1 168.7 35 La Vega Alcalá del Río 150 Mc1 266.1 23 Sierr a Sur El Saucejo 144 Mc1 266.2 0 Sierra Sur El Saucejo 144 Mc1 266.3 28 Sierra Sur El Saucejo 144 Mc1 266.4 6 Sierra Sur El Saucejo 144 Mc1 266.5 12 Sierra Sur El Saucejo 144 Mc1 266.6 13 Sierra Sur El Saucejo 144 Mc1 266.7 17 Sierra Sur El Saucejo 1 44 Mc1 269.1 55 Écija El Campillo 430 Mc2 269.2 730 Écija El Campillo 430 Mc2 269.3 30 Écija El Campillo 430 Mc2 269.4 3 Écija El Campillo 430 Mc2 269.5 27 Écija El Campillo 430 Mc2 269.7 40 Écija El Campillo 430 Mc2 262.1 27 Utrera Coripe 273 Mc1 262.2 7 Utrera Coripe 273 Mc1 262.3 1 Utrera Coripe 273 Mc1 262.4 0 Utrera Coripe 273 Mc1 262.5 0 Utrera Coripe 273 Mc1 262.6 0 Utrera Coripe 273 Mc1 262.7 2400 Utrera Coripe 273 Mc1 274.1 8 Utrera Los Palacios 160 Mc2 274.2 310 Utrera Los Palacios 160 Mc2 274.3 19 Utrera Los Palacios 160 Mc2 274.4 22 Utrera Los Palacios 160 Mc2 274.5 11 Utrera Los Palacios 160 Mc2 274.6 22 Utrera Los Palacios 160 Mc2 Tablas 241 Animal U. I. Comarca Municipio Censo Clima 274.7 60 Utrera Los Palacios 160 Mc2 273.1 1300 Carmona Alcalá G. 140 Mc2 273.2 580 Carmona A lcalá G. 140 Mc2 273.3 530 Carmona Alcalá G. 140 Mc2 273.4 800 Carmona Alcalá G. 140 Mc2 273.5 510 Carmona Alcalá G. 140 Mc2 273.6 990 Carmona Alcalá G. 140 Mc2 273.7 11 Carmona Alcalá G. 140 Mc2 264.1 9 Aljarafe Gerena 463 Mc1 264.2 27 Aljarafe Ger ena 463 Mc1 264.3 21 Aljarafe Gerena 463 Mc1 264.4 12 Aljarafe Gerena 463 Mc1 264.5 40 Aljarafe Gerena 463 Mc1 264.6 0 Aljarafe Gerena 463 Mc1 264.7 8 Aljarafe Gerena 463 Mc1 270.1 28 Las Marismas Las Cabezas 130 Mc1 270.2 40 Las Marismas Las Cabeza s 130 Mc1 270.3 7 Las Marismas Las Cabezas 130 Mc1 270.4 19 Las Marismas Las Cabezas 130 Mc1 270.5 26 Las Marismas Las Cabezas 130 Mc1 270.6 20 Las Marismas Las Cabezas 130 Mc1 270.7 24 Las Marismas Las Cabezas 130 Mc1 155.5 0 Las Marismas Las Cabeza s 180 Mc1 269.6 40 Écija El Campillo 430 Mc2 Tablas 242 TABLA XXII RESULTADOS DE LA ENCUESTA EN CAPRINOS Animal U. I. Explotación Gatos Abortos Celos de repetición Brucelosis 11.1 11 Semiextensiva sí sí no sabe no 11.2 30 Semiextensiva sí sí no sabe no 11.3 0 Semiextensiva sí sí no sabe no 11.4 1 Semiextensiva sí sí no sabe no 11.5 2 Semiextensiva sí sí no sabe no 11.6 2 Semiextensiva sí sí no sabe no 20.1 350 Extensiva no sabe no sabe no sabe sí 20.2 2 Extensiva no sabe no sabe no sabe sí 20. 3 10000 Extensiva no sabe no sabe no sabe sí 20.4 1 Extensiva no sabe no sabe no sabe sí 20.5 10000 Extensiva no sabe no sabe no sabe sí 20.6 0 Extensiva no sabe no sabe no sabe sí 20.7 1 Extensiva no sabe no sabe no sabe sí 22.1 10000 Intensiva sí sí no sabe no 22.2 0 Intensiva sí sí no sabe no 22.3 1 Intensiva sí sí no sabe no 22.3 1 Intensiva sí sí no sabe no 22.3 1 Intensiva sí sí no sabe no 22.4 3 Intensiva sí sí no sabe no 22.5 11 Intensiva sí sí no sabe no 22.6 260 Intensiva sí sí no sabe no 22.7 5 Intensiva sí sí no sabe no 26.1 13 Semiextensiva sí sí sí sí 26.2 2 Semiextensiva sí sí sí sí 26.3 11 Semiextensiva sí sí sí sí 26.4 3600 Semiextensiva sí sí sí sí 26.5 7 Semiextensiva sí sí sí sí 26.6 12 Semiextensiva sí sí sí sí 26.7 1 3 Semiextensiva sí sí sí sí 33.1 1 Extensiva no sí no no 33.2 2 Extensiva no sí no no 33.3 1 Extensiva no sí no no 33.4 0 Extensiva no sí no no 33.5 0 Extensiva no sí no no 33.6 1 Extensiva no sí no no 33.7 0 Extensiva no sí no no 99.1 10 Intensiva no no no no 99.2 7 Intensiva no no no no 99.3 15 Intensiva no no no no 99.4 12 Intensiva no no no no 99.5 14 Intensiva no no no no 99.6 4 Intensiva no no no no Tablas 243 Animal U. I. Explotación Gatos Abortos Celos de repetición Brucelosis 102.1 2 Extensiva sí sí sí no 102.2 6 Extensiva sí sí sí no 102.3 0 Extensiva sí sí sí no 102.4 5 Extensiva sí sí sí no 102.5 2 Extensiva sí sí sí no 102.6 17 Extensiva sí sí sí no 102.7 4 Extensiva sí sí sí no 110.1 1 Extensiva sí sí sí no 110.2 1 Extensiva sí sí sí no 110.3 1 Extensiva sí sí sí no 110.4 0 Extensiva sí sí sí no 110 .5 8 Extensiva sí sí sí no 110.6 2 Extensiva sí sí sí no 110.7 250 Extensiva sí sí sí no 112.1 1 Semiextensiva sí sí sí no 112.2 4 Semiextensiva sí sí sí no 112.3 2 Semiextensiva sí sí sí no 112.4 1 Semiextensiva sí sí sí no 112.5 2 Semiextensiva sí sí sí no 112.6 2 Semiextensiva sí sí sí no 112.7 2 Semiextensiva sí sí sí no 117.1 23 Intensiva no no no no 117.2 25 Intensiva no no no no 117.3 290 Intensiva no no no no 117.4 26 Intensiva no no no no 117.5 140 Intensiva no no no no 117.6 5 Inten siva no no no no 117.7 27 Intensiva no no no no 118.1 2 Intensiva no sí sí no 118.2 13 Intensiva no sí sí no 118.3 2 Intensiva no sí sí no 118.4 3 Intensiva no sí sí no 118.5 4 Intensiva no sí sí no 118.6 2 Intensiva no sí sí no 118.7 10000 Intensi va no sí sí no 120.1 380 Extensiva sí sí no no 120.2 2 Extensiva sí sí no no 120.3 9 Extensiva sí sí no no 120.4 10000 Extensiva sí sí no no 120.5 290 Extensiva sí sí no no 120.6 5 Extensiva sí sí no no 120.7 15 Extensiva sí sí no no 121.1 320 Exte nsiva no no sabe no sabe no sabe 121.2 65 Extensiva no no sabe no sabe no sabe 121.3 27 Extensiva no no sabe no sabe no sabe 121.4 45 Extensiva no no sabe no sabe no sabe Tablas 244 Animal U. I. Explotación Gatos Abortos Celos de repetición Brucelosis 121.5 8 Extensiva no no sabe no sabe no sabe 121.6 35 Extensiva no no sabe no sa be no sabe 121.7 10000 Extensiva no no sabe no sabe no sabe 168.1 3700 Semiextensiva sí sí sí sí 168.2 35 Semiextensiva sí sí sí sí 168.3 60 Semiextensiva sí sí sí sí 168.4 30 Semiextensiva sí sí sí sí 168.5 880 Semiextensiva sí sí sí sí 168.6 35 Se miextensiva sí sí sí sí 168.7 35 Semiextensiva sí sí sí sí 173.1 8 Extensiva no sí no sabe no 173.2 10000 Extensiva no sí no sabe no 173.3 7 Extensiva no sí no sabe no 173.4 0 Extensiva no sí no sabe no 173.5 7 Extensiva no sí no sabe no 173.6 0 Ext ensiva no sí no sabe no 173.7 4 Extensiva no sí no sabe no 181.1 0 Intensiva no no no no 181.2 10000 Intensiva no no no no 181.3 10000 Intensiva no no no no 181.4 10000 Intensiva no no no no 181.5 45 Intensiva no no no no 181.6 4 Intensiva no no no no 181.7 10000 Intensiva no no no no 194.1 12 Intensiva sí sí sí no 194.2 3 Intensiva sí sí sí no 194.3 10 Intensiva sí sí sí no 194.4 3 Intensiva sí sí sí no 194.5 13 Intensiva sí sí sí no 194.6 13 Intensiva sí sí sí no 194.7 9 Intensiva sí sí sí no 201.1 15 Semiextensiva no no sabe no sabe no 201.2 9 Semiextensiva no no sabe no sabe no 201.3 13 Semiextensiva no no sabe no sabe no 201.4 2000 Semiextensiva no no sabe no sabe no 201.5 16 Semiextensiva no no sabe no sabe no 201.6 11 Semiextensiv a no no sabe no sabe no 201.7 11 Semiextensiva no no sabe no sabe no 211.1 27 Extensiva silvestres no no no 211.2 45 Extensiva silvestres no no no 211.3 9 Extensiva silvestres no no no 211.4 70 Extensiva silvestres no no no 211.5 5 Extensiva silvestr es no no no 211.6 70 Extensiva silvestres no no no 257.1 30 Semiextensiva no no no no 257.2 18 Semiextensiva no no no no Tablas 245 Animal U. I. Explotación Gatos Abortos Celos de repetición Brucelosis 257.3 3 Semiextensiva no no no no 257.4 16 Semiextensiva no no no no 257.5 28 Semiextensiva no no no no 257.6 15 Semiextensiva n o no no no 257.7 5 Semiextensiva no no no no 258.1 4 Intensiva sí no no no 258.2 23 Intensiva sí no no no 258.3 410 Intensiva sí no no no 258.4 450 Intensiva sí no no no 258.5 7300 Intensiva sí no no no 258.6 23 Intensiva sí no no no 258.7 13 Inten siva sí no no no TABLA XXIII SEROPREVALENCIA EN CAPRINOS Seropositivos Seronegativos Total Frecuencia 124 373 497 Porcentaje 24.9% 75.1% 100% TABLA XXIV RANGO DE POSITIVIDAD EN CAPRINOS Seronegativos Seropositivos Pat. latente Seropositivos S eropositivos Pat. Clínica Frecuencia 373 24 39 61 Porcentaje 75.1% 4.8% 7.8% 12.3% Tablas 246 TABLA XXVa SEROPREVALENCIA EN CAPRINOS SEGÚN COMARCAS GANADERAS Comarcas Seronegativos Seropositivos Total Sierra Norte Frecuencia Porcentaje 46 75.4% 15 24.6% 61 100% La Vega Frecuencia Porcentaje 45 73.8% 16 26.2% 61 100% Carmona Frecuencia Porcentaje 48 76.2% 15 23.8% 63 100% Utrera Frecuencia Porcentaje 47 44.6% 16 25.4% 63 100% Écija Frecuencia Porcentaje 46 74.2% 16 25.8% 62 100% Sierra Sur Frecuencia Porcent aje 52 82.5% 11 17.5% 63 100% Aljarafe Frecuencia Porcentaje 54 87.1% 8 12.9% 62 100% Las Marismas Frecuencia Porcentaje 35 56.5% 27 43.5% 62 100% Total Frecuencia Porcentaje 373 75.1% 124 24.9% 497 100% Tablas 247 TABLA XXVb SEROPREVALENCIA EN CAPRINOS SEGÚN COMARCAS GEOGRÁFICAS Comarcas Seronegativos Seropositivos Total Sierra Norte Frecuencia Porcentaje 46 75.4% 15 24.6% 61 100% La Vega Frecuencia Porcentaje 45 73.8% 16 26.2% 61 100% La Campiña Frecuencia Porcentaje 141 75% 47 25% 188 100% Sierra Sur Fr ecuencia Porcentaje 52 82.5% 11 17.5% 63 100% Aljarafe Frecuencia Porcentaje 54 87.1% 8 12.9% 62 100% Las Marismas Frecuencia Porcentaje 35 56.5% 27 43.5% 62 100% Total Frecuencia Porcentaje 373 75.1% 124 24.9% 497 100% Tablas 248 TABLA XXVI SEROPREVALENCIA EN CAPRINOS SEGÚN EL CLIMA Clima Seronegativos Seropositivos Total Med. Cont. Húmedo Frecuencia Porcentaje 46 75.4% 15 24.6% 61 100% Med. Cont. Tipo I Frecuencia Porcentaje 191 74.6% 65 25.4% 256 100% Med. Cont. Tipo II Frecuencia Porcentaje 136 75.6% 4 4 24.4% 180 100% Total Frecuencia Porcentaje 373 75.1% 124 24.9% 497 100% Tablas 249 TABLA XXVII SEROPREVALENCIA EN CAPRINOS SEGÚN EL CENSO DE LA EXPLOTACIÓN Censo Explotación Seronegativos Seropositivos Total <100 Frecuencia Porcentaje 124 77% 37 23% 161 100 % 100 - 500 Frecuencia Porcentaje 238 73.9% 84 26.1% 322 100% 500 - 1000 Frecuencia Porcentaje 6 85.7% 1 14.3% 7 100% >1000 Frecuencia Porcentaje 5 71.4% 2 28.6% 7 100% Total Frecuencia Porcentaje 373 75.1% 124 24.9% 497 100% Tablas 250 TABLA XXVIII SEROPREVALENC IA EN CAPRINOS SEGÚN EL TIPO DE EXPLOTACIÓN Tipo de explotación Seronegativos Seropositivos Total Intensiva Frecuencia Porcentaje 36 75% 12 25% 48 100% Extensiva Frecuencia Porcentaje 42 76.4% 13 23.6% 55 100% Semiextensiva Frecuencia Porcentaje 36 87.8 % 5 12.2% 41 100% Total Frecuencia Porcentaje 114 79.2% 30 20.8% 144 100% TABLA XXIX SEROPREVALENCIA EN CAPRINOS SEGÚN PRESENCIA DE GATOS Presencia de gatos Seronegativos Seropositivos Total NO Frecuencia Porcentaje 50 80.6% 12 19.4% 62 100% SI Frecu encia Porcentaje 60 80% 15 20% 75 100% NO SABE Frecuencia Porcentaje 4 57.1% 3 42.9% 7 100% Total Frecuencia Porcentaje 114 79.2% 30 20.8% 144 100% Tablas 251 TABLA XXX SEROPREVALENCIA EN CAPRINOS SEGÚN EXISTENCIA DE ABORTOS - Existencia de abortos Seronegativo s Seropositivos Total Con abortos Frecuencia Porcentaje 29 72.5% 11 27.5% 40 100% Sin abortos Frecuencia Porcentaje 61 88.4% 8 11.6% 69 100% No sabe Frecuencia Porcentaje 6 85.7% 1 14.3% 7 100% Total Frecuencia Porcentaje 96 82.8% 20 17.2% 116 100% TABLA XXXI SEROPREVALENCIA EN RUMIANTES Seropositivos Seronegativos Total Frecuencia 793 712 1505 Porcentaje 52.7% 47.3% 100% Tablas 252 TABLA XXXII SEROPREVALENCIA EN RUMIANTES SEGÚN COMARCAS GANADERAS Comarca Seronegativos Seropositivos Total Sierra N orte Frecuencia Porcentaje 94 50.3% 93 49.7% 187 100% La Vega Frecuencia Porcentaje 87 46.5% 100 53.5% 187 100% Carmona Frecuencia Porcentaje 66 34.9% 123 65.1% 189 100% Utrera Frecuencia Porcentaje 94 49.7% 95 50.3% 189 100% Ecija Frecuencia Porcentaj e 88 46.8% 100 53.2% 188 100% Sierra Sur Frecuencia Porcentaje 117 61.9% 72 38.1% 189 100% Aljarafe Frecuencia Porcentaje 111 59% 77 41% 188 100% Las Marismas Frecuencia Porcentaje 55 29.3% 133 70.7% 188 100% Total Frecuencia Porcentaje 712 47.3% 793 5 2.7% 1505 100% Tablas 253 TABLA XXXIII SEROPREVALENCIA EN RUMIANTES SEGÚN COMARCAS GEOGRÁFICAS Comarca Seronegativos Seropositivos Total Sierra Norte Frecuencia Porcentaje 94 50.3% 93 49.7% 187 100% La Vega Frecuencia Porcentaje 87 46.5% 100 53.5% 187 100% L a Campiña Frecuencia Porcentaje 248 43.8% 318 56.2% 566 100% Sierra Sur Frecuencia Porcentaje 117 61.9% 72 38.1% 189 100% Aljarafe Frecuencia Porcentaje 111 59% 77 41% 188 100% Las Marismas Frecuencia Porcentaje 55 29.3% 133 70.7% 188 100% Total Frecu encia Porcentaje 712 47.3% 793 52.7% 1505 100% Tablas 254 TABLA XXXIV SEROPREVALENCIA EN RUMIANTES DE EXPLOTACIONES INTENSIVAS SEGÚN LA PRESENCIA DE GATOS Presencia de gatos Seronegativos Seropositivos Total NO Frecuencia Porcentaje 39 51.3% 37 48.7% 76 1 00% SI Frecuencia Porcentaje 29 41.4% 41 58.6% 70 100% Total Frecuencia Porcentaje 68 46.6% 78 53.4% 146 100%